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Université d’Abomey calavi (UAC) - Faculté des sciences agronomiques (FSA)
Master Régional Professionnel en Monitoring des Ressources aquatiques et Aménagement des Pêches Continentales (MoRAP) - 2015-2016

Matériel et méthodes : poisson perciforme du fleuve Mono au Bénin

  1. Régime alimentaire et reproduction de Awaous lateristriga
  2. Bassin du fleuve Mono: situation, climat et synthèse bibliographique
  3. Matériel et méthodes : poisson perciforme du fleuve Mono au Bénin
  4. Caractérisation du régime alimentaire de Awaous lateristriga
  5. Awaous lateristriga : caractérisation des paramètres de reproduction

Matériel et méthodes : poisson perciforme du fleuve Mono au Bénin

Partie 2 : Matériel et méthodes

Régime alimentaire et reproduction de Awaous lateristriga (Duméril, 1861), poisson perciforme du fleuve Mono au Bénin

2.1.Matériel

2.1.1.Matériel biologique

L’étude a porté sur 292 spécimens de A. lateristrigade poids moyen 7,89 ± 1,64 g, de longueur totale moyenne 7,75± 1,5 cmet de longueur standard moyenne 6,0± 0 cm.

Les individus ont été respectivement prélevés pour le compte des mois d’avril, mai et juin. Ils ont été capturés au moyen de bambous et de filet épervier (1 cm) de maillage).Ils ont été conditionnés sous le froid avec de la glace (pour bloquer le processus de la digestion) jusqu’au laboratoire.

2.1.2.Matériel de collecte de données

Plusieurs appareils et instruments ont été utilisés au cours de l’étude. Il s’agit de:

  • Un GPS pour relever les coordonnées géographiques de la station d’échantillonnage ;
  • Un disque de Secchi pour évaluer la profondeur du fleuve ;
  • Un filet à plancton pour le prélever l’eau du fleuve ;
  • Une balance électronique de marque Kern de portée 200 g pour peser individuellement les poissons à 0,01 g près et d’une balance électronique de marque Sartorius d= 2. 10-4 g pour peser les gonades;
  • Un ichtyomètre gradué en centimètre (cm) pour prendre la taille (longueurs totale et standard) des poissons échantillonnés ;
  • Une trousse à dissection pour la dissection et le prélèvement d’organes (estomacs et gonades) des poissons échantillonnés ;
  • Des piluliers pour garder les échantillons ;
  • Du formol à 10% pour conserver les estomacs prélevés et de l’alcool 70% pour la conservation des gonades ;
  • Des pipettes pour le prélèvement des échantillons d’estomacs et de gonades ;
  • Des boîtes de pétri pour l’étalement des ovocytes ;
  • Un microscope de marque Olympus BX40 de grossissement 10X/0,25 pour l’analyse des contenus stomacaux;
  • Une loupe binoculaire de marque Nikon SNZ 745 pour vérifier l’état de dissociation des ovocytes;
  • Un appareil photo numérique de marque Canon Zoom Lens 8X 5.0-40.0 mm 1 :3.266.9 pour la prise de vues.

2.2.Méthodologie de collecte et de traitement des données

2.2.1.Collecte de données

Les mesures morphométriques et observations suivantes ont été effectuées sur les poissons au laboratoire ; il s’agit des mesures de:

  • Longueur totale (LT) ;
  • Longueur standard (LS) ;
  • Poids des poissons avant et après éviscération, et des poids des estomacs (lorsqu’ils sont significatifs) et des gonades.

Le sexage des poissons a été effectué par examen macroscopique des gonades après dissection. Les gonades ont été classées macroscopiquement en différents stades de maturité sexuelle en se basant sur l’échelle du degré de maturité de Brown-Peterson et al. (2011) (Tableau1).

Nous avons considéré comme matures les individus mâles et femelles au stade ovarien II à V.

Tableau 1: Echelle de maturité des gonades mâles et femelles (Brown-Peterson et al., 2011)

Stades Femelles Mâles
I Ovaires non différenciés avec

des filaments blanchâtres à peine transparents.

Testicules non différenciés avec des filaments blanchâtres à peine transparents.
II Ovaires différenciés, ovocytes

très petits mais non libres.

Testicules déjà développés mais pas de filaments

visibles après incision.

III Ovaires différenciés, ovocytes gros et plus ou moins libres mais non expulsables par pression

manuelle sur l’abdomen.

Laitence visible après incision des testicules mais non expulsable par pression manuelle sur l’abdomen.
IV Ovules expulsables à la pression

manuelle.

Laitence expulsable à la pression manuelle.
V Ovaires vides à l’état du stade II. Testicules vides à l’état du stade II.

Les estomacs extraits des individus ont été pesés, étiquetés et conservés dans du formol pour l’étude du régime alimentaire. Les gonades correspondant à ces individus ont subi le même traitement mais leur conservation s’est fait dans de l’alcool. Elles ont servi à l’étude de la structure ovarienne et l’estimation de la fécondité.

Pour caractériser le régime alimentaire du poisson, 90 contenus stomacaux ont été étudiés, (30 contenus pour chaque mois).

Pour cela, les estomacs conservés (voir plus haut) ont été incisés et le contenu dilué dans 10 millilitres (ml) d’échantillon et soumis à une observation microscopique pour l’identification et le dénombrement des items d’aliments.

Pour déterminer la structure ovarienne, une dizaine de gonades a été utilisé pour l’estimation des paramètres de reproduction. En raison de la petite taille des ovocytes, la procédure suivante a été mise en place pour la mensuration et le comptage des ovocytes:

  • Prélèvement des ovocytes au moyen d’une seringue ;
  • Disposition des ovocytes dans des boites de pétri contenant du papier millimétré;
  • Observation à la loupe du prélèvement afin de s’assurer de la dissociation des ovocytes ;
  • Numérotation et photographie de l’ensemble des ovocytes étalés.

La fécondité a été estimée par la méthode pondérale à partir du comptage des ovocytes dans un sous-échantillon d’ovaire connu et constitué de trois morceaux prélevés dans les régions rostrale, moyenne et caudale (Lalèyè, 1995 ; Montchowui et al., 2006). Seules les femelles au stade III avancé et au stade IV sont prises en compte.

2.2.1.2.Caractérisation du régime alimentaire

Pour déterminer la contribution de chaque aliment dans le régime alimentaire, la méthode des points de Swynnerton et Worthington (1940) a été utilisée.

Elle consiste à attribuer un total de points (0 à 71) à chaque estomac selon son niveau de remplissage et selon la taille de l’individu (Hynes, 1950). Les échantillons recueillis dans des piluliers sont observés par petits volumes de 1 ml au microscope.

Les organismes planctoniquescontenus dans le filtrat ont été comptés sousun microscope entre lame et lamelle et identifiés selon la méthode de Da(1992) et Ouattara (2000).

Tous les éléments non reconnaissables (matière inorganique, détritus) sont pris en considération dans les analyses ; nous les avons classés dans le groupe des indéterminés.

Le nombre d’individus par espèce identifiée est estimé par l’observateur. En effet, ce nombre n’est pas compté à l’unité près mais estimé selon Hynes (1950).Les espèces identifiées sont classées dans leurs différents groupes taxonomiques (Item) puis des points sont attribués à chaque item.

Ces points (0 ; 1 ; 2 ; 4 ; 8 ; 16) sont attribués selon le volume de chaque groupe et la taille de l’animal tout en tenant compte de la note de l’estomac : le cumul des points est égal à la note de l’estomac (Dubois et al., 1994 ; Pasquaud, 2006 ; Bouchereau et Chantrel, 2009).

Afin d’observer les changements pouvant apparaitre dans l’alimentation, le régime alimentaire de A. lateristriga a été étudié en fonction des périodes d’échantillonnage (Corbet, 1961 ; Traoré et al., 2001 ; Fortin, 2002), de la taille et du sexe des individus (Nduwarugira, 2006).

2.2.1.3.Caractérisation de quelques paramètres de reproduction

Le traitement (comptage et mensuration) des ovocytes s’est fait au moyen du logiciel de mesure VistaMetrix (version 1.36).

La structure ovarienne a été déterminée à partir d’histogrammes de fréquence conçus en se servant des données issus du comptage des ovocytes. Les différents groupes d’ovocytes (immatures et matures) ont été classés.

Matériel et méthodes  poisson perciforme du fleuve Mono au Bénin

2.2.Traitement de données

2.2.1.Régime alimentaire

Plusieurs indices ont été utilisés pour traiter les données du régime alimentaire. Il s’agit de : l’indice de vacuité, l’indice de prépondérance, et l’indice de sélectivité.

  • L’indice de vacuité (Iva) représente la proportion du nombre d’estomacs vides (EV) par rapport au nombre d’estomacs examinés (EE) (Hureau, 1970). Il a été calculé pour les individus de A. lateristriga et s’exprime suivant la relation:

Iva (%) = (EV/EE) x100

  • L’indice de prépondérance, afin de déterminer la contribution de chaque aliment dans le régime alimentaire, l’indice de prépondérance (IP) de Natarajan et Jhingran (1961) a été utilisé. Il se calcule en tenant compte des pourcentages d’occurrence et de volume. Son expression est la suivante :

IP = (vi oi / ∑ vi oi ) x 100

Avec oi pris comme occurrence de l’itemi et vi comme volume de l’itemi.

La méthode de classement de Simenstad (1979) a été utilisée pour déterminer les préférences alimentaires de A. lateristriga. Elle consiste à effectuer la somme des valeurs indicielles des aliments; avec chaque valeur indicielle exprimée en pourcentage de l’indice total.

Une fois cette transformation effectuée, les indices sont placés par ordre de rang décroissant. En partant de l’espèce de rang 1, on additionne les indices de chacun des aliments de la première à la nième jusqu’à obtenir 50%, ou plus de l’indice total.

Ces espèces sont appelées préférentielles. On continue d’ajouter les pourcentages des aliments dans l’ordre jusqu’à l’obtention d’un indice au moins égal à 75% de l’indice total. Ces espèces sont

appelées secondaires. Enfin, les dernières espèces de la liste sont considérées comme accessoires (Dietoa et al, 1997 ; Kouamé et al., 2006).

Une analyse de classification hiérarchique ascendante (“cluster analysis, single linkage”) a été effectuée pour définir les différentes classes de tailles. La règle de Sturge (Scherrer, 1984) a été utilisée à cet effet.

I = (LS max – LS min) / NC

Avec N = nombre total de spécimens examinés ; I = (LSmax – LSmin) / NC ;

Où I = intervalle de classe, NC (nombre total de classes) = NC = 1 + (10log10N)/3 ; LSmax = longueur standard maximale, LSmin = longueur standard minimale.

le programme Statistica 6 a été utilisé pour :

  • Lanalyse de classification hiérarchique ascendante pour regrouper les classes de tailles constituées de poissons aux régimes alimentaires similaires ;
  • Le calcul du coefficient de corrélation des rangs de Spearman pour voir s’il existe ou non une relation entre les régimes alimentaires (probabilité critique retenue : p = 0,05). Il a été utilisé pour vérifier le lien entre les régimes alimentaires des saisons, des classes de tailles et des sexes ;
  • Le test du χ2 effectué sur les proportions de l’IP des principaux aliments a permis de détecter les différences significatives (p < 0,05).
    • L’indice de sélectivité exercée sur chaque catégorie de proie (Fortin, 2002) a été calculé en utilisant l’indice de sélectivité (Ivlev, 1961). L’indice de sélectivité permet d’estimer les préférences alimentaires en comparant l’abondance des aliments dans le milieu à ceux présents dans les contenus stomacaux des poissons par la relation :

E = (ri – pi) / (ri + pi)

Où ri désigne la densité d’un groupe de proie i dans les contenus stomacaux et pi la densité du même groupe de proie dans le milieu. La valeur de E varie de –1 à 1. Cet indice varie entre +1 et -1, la première valeur étant la sélection positive de l’espèce et la seconde valeur, le rejet complet de la proie.

2.2.2.Relations poids total-longueur totale

L’estimation du poids à partir de la longueur du poisson qui est unevariable plus aisée à mesurer (Samb, 1989) permet d’apprécier les performances de croissance de l’espèce et de vérifier l’embonpoint de la population de poisson (Le Cren 1951).

La relation poids totale- longueur totalede A. lateristrigaa été établie au moyen de la formule PT = aLTb(Le Cren 1951) où PT et LT représentent respectivement le poids total et la longueur totale corporel du poisson.

La constante a est un coefficient lié aux facteurs écologiques et varie en fonction du moment de capture, de l’état sanitaire des poissons et du degré de développement des gonades.

Le coefficient d’allométrie b traduit la croissance du poisson entre la longueur et le poids (Hile, 1936 ; Le Cren, 1951).Il varie entre 2 et 4, mais il est souvent proche de 3. Lorsqu’il est statistiquement égal à 3, la croissance est dite isométrique. Lorsqu’il est différent de 3, la croissance est dite allométrique.

Un coefficient b supérieur à 3 indique une croissance allométrique positive, c’est-à-dire une meilleure croissance en poids qu’en longueur et inversement lorsque b est inférieur à 3, bindique une croissance allométrique négative, c’est- à-dire une meilleure croissance en longueur qu’en poids (Hile, 1936).

Le test t de student du logiciel Statview (1992-1998/SAS Institute/Inc) a été utilisé pour déterminer le type de croissance (allométrique ou isométrique) pour les relations poids- longueur.

2.2.3.Facteur de condition (K de Fulton)

Le facteur de condition K, permet de déterminer l’état physiologique d’un animal, y compris sa capacité de reproduction ainsi que l’influence du milieu de vie sur l’espèce.

Ainsi, plus un poisson est lourd pour une longueur donnée, plus son facteur de condition est élevé (Le Cren, 1951). Le facteur de condition K est donné par le rapport reliant le poids et la longueur du poisson:

K= (P/L3) x 100

2.2.4.Taille de première maturité sexuelle, Indice Gonado-Somatique (IGS) et Fécondité

La taille de première maturité sexuelle est la taille moyenne pour laquelle 50% des individus de la population étudiée sont matures.

Dans le cadre de notre étude, elle a été déterminée en identifiant la taille à laquelle les individus mâles et femelles portent des gonades mûres.

L’Indice Gonado Somatique a été calculé à partir de la formule de Dawn (1992) :

IGS = (PGo x 100) / PT

Avec PGo, : poids de la gonade exprimé en gramme et PT : poids total du poisson exprimé en gramme.

Pour l’estimation de la fécondité, le nombre d’ovocytes compté dans l’échantillon d’ovaire est rapporté à 1g près et multiplié par le poids de l’ensemble de la gonade, donnant ainsi la fécondité absolue (F) définie comme le nombre d’ovocyte mûrs par ovaire.

La fécondité relative (Fr) est calculée en divisant la fécondité absolue par le poids total du poisson (Lalèyè, 1995 ; MarcInnis et Korcum, 2000 ; Montchowui et al., 2006).

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