Étude éco-bactériologique et enzymatique de quelques zones humides classées en convention internationale de Ramsar de la région biogéographique d’Oran

Ce mémoire étudie l’éco-bactériologie et l’activité enzymatique dans les zones humides classées Ramsar de la région d’Oran et de Bechar, isolant 35 souches bactériennes et analysant leur résistance aux antibiotiques et leur contenu plasmidique.

Université des sciences et de la technologie d’Oran Mohamed Boudiaf

Faculté des sciences de la nature et de vie

Département de biotechnologie

Spécialité : biotechnologie végétale – Option : Productions végétales et microbiennes

Mémoire

Étude éco-bactériologique et enzymatique de quelques zones humides classées en convention internationale de Ramsar de la région biogéographique d’Oran
(Lac Télamine et Lagune du Macta) et de Bechar (Barrage de Djorf torba)

Mr: Ziri Mohammed Abderrahmane

Pour l’obtention du diplôme de magister en biotechnologie

Année universitaire 2013/2014

196

Remerciements

En tout premier lieu je dois remercier Allah le tout puissant de m’avoir donnés les ressources morales, physiques, matériels et intellectuelles pour terminer ce travail.

Mes remerciements les plus forts vont à M. Cheba B., Maître de conférences à l’Université Mohammed Boudiaf d’Oran, qui m’a permis d’effectuer ma thèse sous sa direction et pour la confiance qu’il a su m’accorder.

Je tiens à remercier également Monsieur Boudjemaa A., professeur à l’université Mohammed Boudiaf d’Oran pour avoir accepté de présider le jury de mon mémoire.

J’adresse tous mes sincères remerciements à Monsieur le Docteur Djibaoui Rachid., Maitre de conférences à l’université Abdelhamid Ibn badis de Mostaganem qui me fait l’honneur d’examiner mon mémoire.

Je remercie vivement Monsieur le Docteur Abdelouahed Djamel Eddine., professeur à l’université Aboubaker belkaid de Tlemcen, je lui suis très reconnaissant d’avoir accepté d’être membre de jury de mon travail.

Je remercie également Monsieur Tchouar Noureddine.,Professeur à l’université Mohammed Boudiaf d’Oran, je lui suis très reconnaissant d’avoir accepté de participer aux jurys de mon travail.

Ma reconnaissance s’adresse également à ma famille et à mes proches amis

Liste des abréviations

pH : Potentiel hydrogène T° : température

°C : degré Celsius

CE : Conductivité électrique MES : matière en suspension

Api 20 E : Appareillage et Procédés d’Identification des Non Entérobactéries (galerie Biochimique).

ADN : acide désoxyribonucléique A : Djorf torba

M : Macta

T : Télamine

UV : Ultra-violet

µs/cm : micro simens/centimètre NPP : nombre le plus probable UFC : unité formant colonie

DMS : (degrés, minutes, secondes) mg/L : milligramme par litre

B.C.P.L : Bouillon Lactosé au bromocrésol pourpre SC:simple concentration

DC : double concentration

TGEA: Tryptone Glucose Extract Agar

TTC: chlorure de 2, 3, 5 triphényl tétrazolium ONPG: ortho-nitrophényl--D-galactopyranoside L.D.C: la lysine-décarboxylase

O.D.C : l’ornithine-décarboxylase

A.D.H : l’arginine-dihydrolase BN : bouillon nutritive

MFL : milieu de fermentation liquide MH : Géloses Muller Hinton

Nm : nanomètres DO : densité optique

LB : milieu Lauria et Bertani Mm : milimoles

Min : minute

EDTA : Ethylène diamine Tétracétique acide SDS : sodium dodecyl sulfate

UL : microlitres V : volume

TE : Tris-EDTA

P/V: poids/volume

TBE: Tris-Borate-EDTA BET: bromure d’éthidium KB: kilobase

NCBI : National Center for Biotechnology Information DP : degré de polymérisation

K da : kilodaltone

PFM : pectines faiblement methylées PHM : pectines hautement methylées UIB : union international de biochimie DE : degré d’estérification

CMC : Carboxyméthylcellulose MC : Méthylcellulose

CBH : cellobiohydrolases Md : mégadalton

R : résistante

S : sensible

I : intermédiaire ND : non déterminé

GN : gélose nutritive CT : coliformes totaux CF : coliformes fécaux SF : streptocoques fécaux GT : germes totaux

M : moyenne

Am : activité amylolytique C : activité cellulolytique Pc : activité pectinolytique UI : micro unité

Ug : microgramme

FMAT : La flore mésophile aérobie totale NaCl : Chlorure de sodium

AFNOR : Agence française de normalisation GNAB : Gel, Net, Alc, Bilié

EEA : European Environment Agency

EPTB : Établissement Public Territorial du Bassin de la Sèvre Nantaise

DGF : Direction General des Forets

DRFB : Direction Régionale des Forets Bechar CEE : Communauté Economique Européenne. OMS : Organisation Mondiale de la Santé.

Tris : 2-amino-2-hydroxymethyl-propane-1,3-diol µm : unité de longueur micron (1×10^-6)

mm : unité de longueur millimetre (1×10^-3) n: unité de longueur nanometre (1×10^-9) CBM: carbohydrate binding module.

AEP :Alimentation eau potable

Liste des figures page

Figure 01 : Les types de zones humides rencontrées le long d’un bassin versant. 28p Figure n° 02 : Le réseau hydrographique méditerranéen. 29p

Figure n° 03 : Répartition géographique de quelques types de zones humides dans le bassin méditerranéennes.29p

Figure 04 : Les superficies des zones humides de chacun des pays du bassin méditerranéen.30p

Figure n° 05 : Les taux en (%) des pertes des zones humides de la méditerranée selon chaque pays estimées par intervalle d’année.31p

Figure n° 06 : Répartition géographique des zones humides en Algérie.35p

Figure 07: Classification des principales familles bactériennes sur la base des caractères morphologiques et biochimiques selon Violet, 2003.44p

Figure n°08 : Structure chimique de l’amidon.66p Figure n°09 : Structure chimique de l’amylose.67p Figure n°10 : Structure chimique de l’amylopectine.67p

Figure n°11; Mécanisme d’action des enzymes amylolytiques.69p Figure n°12: Structure du squelette polygalacturonique des pectines.73p

Figure n°13 : Réactions catalysées par les différentes enzymes pectolytiques.74p Figure n°14 : Les différentes voies de la dégradation enzymatiques des pectines.76p Figure n°15 : Mécanisme de β élimination par les lyases.77p

Figure n°16: Structure fibreuse de la cellulose.79p

Figure n°17: Vue sur la structure Linéaire (a) et moléculaire de la cellulose (b).79p Figure n°18 : L’hydrolyse de la cellulose par l’action synergique des enzymes.81p Figure n°19 : Détails mécanistiques de l’activité cellulase beta-glucosidase.81p Figure n°20 : Structure d’un plasmide.90p

Figure n°21 : localisation géographique du lac Télamine sur carte de zones humides wilaya d’Oran.96p

Figure n°22: Extrait d’une carte hydrographique du bassin versant du Macta wilaya d’Oran.97p

Figure n°23 : localisation de la zone humide de Djorf Torba wilaya de Bechar sur la carte hydrographique du bassin versant de Guir.98p

Figure n°24 : Protocole de la technique de colimetrie en milieu liquide test présomptif et confirmatif.104p

Figure n°25 : Protocole de la technique de colimetrie en milieu liquide test Mackenzie.105p

Figure n°26 : Schéma représentatif de la technique du dénombrement des germes totaux. 106p

Figure n°27: Aspect du milieu GVFS avant(1) et après incubation(2).117p Figure n°28: Technique de Purification et de Conservation.118p

Figure n°29 : Technique de recherche de l’Oxydase.120p

Figure n°30 : la mise en évidence de l’activité enzymatique polysaccharolytique sur milieu solide.124p

Figure n°31: Technique de production d’enzyme polysaccharolytique par fermentation liquide.126p

Figure n°32 : Technique de l’antibiogramme.128p

Figure n°33: Protocole d’extraction plasmidique à partir des bactéries.132p Figure n°34: Protocole d’électrophorèse.132p

Figure 35 : Evaluation de la taille des fragments d’ADN plasmidique avec comparaison à un marqueur de taille Gene Ruler™ 1kb DNA Ladder.133p

Figure 36 : Déduction de la taille des fragments d’ADN plasmidiques à partir du graph Log taille=F (distances parcourues).134p

Figure 37 : Les changements de PH enregistrés lors des 4 prélèvements.137p Figure 38 : Les changements de T (C°) enregistrés lors des 4 prélèvements.139p

Figure 39 : Les changements de CE (us/cm) enregistrés lors des 4 prélèvements.141p Figure 40 : Taux des matières en suspensions MES (mg/L) des trois zones humides (Macta, Télamine, Djorf torba) lors des 4 prélèvements.142p

Figure n° 41: Présentation graphique des résultats quantitatifs du dénombrement bactériologique pour chaque zone humide étudiée.144p

Figure n°42: Taux de différentes souches isolées de la zone humide Djorf torba représentées par famille.158p

Figure n°43: Taux de différentes souches isolées de la zone humide Macta représentées par famille.159p

Figure n°44: Taux de différentes souches isolées de la zone humide Télamine représentées par famille.160p

Figure n°45 : Répartition quantitative des bactéries isolée selon l’activité amylolytique166p.

Figure n°46 : Répartition quantitative des bactéries isolée selon l’activité cellulolytique168p.

Figure n°47 : Répartition quantitative des bactéries isolée selon l’activité pectinolytique170p.

Figure n°48:L’activité enzymatique polysaccharolytique des souches issues de la zone humide Djorf torba.171p

Figure n°49: L’activité enzymatique polysaccharolytique des souches issues de la zone humide Macta. 172p

Figure n°50 :L’activité enzymatique polysaccharolytique des souches issues de la zone humide Télamine.172p

Figure n°51 : Distribution des souches productrices d’enzymes polysaccharolytiques par zones humides.174p

Figure 52: le taux en % des deux familles bactériennes aquatiques les plus actives dans la dégradation des 3 polysaccharides parmi les familles isolées.178p

Annexe n°02 :Tableaux et Figures

Figure n° 01 :(Annexe) Mode opératoire de la galerie Api 20E.224p Figure n°02: (Annexe) Fiche de résultat du système Api 20E.228p

Figure n°03 : (Annexe) Dispositif de filtration sous vide et mise en culture.228p

Liste des Photos page

Photo n°01 : Vue sur la zone humide lac de Télamine wilaya Oran. 96p

Photo n°02 : Vue horizontale et verticale du site de prélèvements au niveau de la Zone humide la Macta wilaya d’Oran. 97p

Photo n°03 : Vue horizontale et verticale du site de prélèvements au niveau de la Zone humide barrage de Djorf torba Wilaya de Bechar.98p

Photo n°04 : Un thermomètre de terrain. 99p

Photo 05 : Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) du genre Vibrio.sp. 151p Photo 06 : Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) d’Escherichia. Coli. 151p Photo 07 : Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) du genre Salmonella.sp. 151p

Photo 08: Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) du genre Streptococcus.sp. 152p Photo09 : Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) de Pseudomonas.fluorescent.

152p

Photo 10: Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) du genre Bacillus.sp. 152p Photo 11: Aspect macroscopique(1) et microscopique(2) du genre Staphylococcus.sp. 152p

Photo 12 : Les caractères biochimiques de l’espèce Bacillus. Cereus sur Galerie system Api E20 souches (A12) et (M12). 153p

Photo 13 : Caractères biochimiques de l’espèce Bacillus cereus sur galerie system Api E20 de la souche T12. 153p

Photo 14 : Caractères biochimiques de l’espèce Escherichia.Coli sur galerie system Api E20 de la souche A9 et M9. 154p

Photo 15 : Les bactéries de forte activité amylolytiques Vue recto. 166p Photo 16: Les bactéries de forte activité cellulolytique Vue recto. 168p Photo 17: Les bactéries de fortes activités pectinolytique Vue recto. 170p

Photo 18 : Production d’enzymes polysaccharolytiques par fermentation liquide en erlenmeyers (1) et dans les tubes (2) pour les genres bactériens présentant une forte activité enzymatique issue des 3 zones humides (Macta, Télamine, Djorf torba). 175p Photo 19 : Activité cellulolytique bactérienne totale par technique des puits sur milieu à base de cellulose (1) et activité cellulolytique de quelques genres bactériens (2) présentant une forte activité dans l’hydrolyse de la cellulose. 175p

Photo 20 : Activité Amylolytique (1) et pectinolytique (2) par technique des puits sur milieu minimum à base d’amidon et de pectine pour quelques genres bactériens issues des 3 zones humides (Télamine, Djorf torba, Macta). 176p

Photo 21: Antibiogramme des bactéries A7, A8, A9 de la famille des Enterobactereaceae

isolées de la zone humide de Djorf torba. 179p

Photo 22 : Antibiogramme des bactéries M7, M8, M9 de la famille des

Enterobactereaceae isolées de la zone humide Macta. 179p

Photo 23 : Antibiogramme des bactéries T7, T8 de la famille des Enterobactereaceae

isolées de la zone humide Télamine. 180p

Photo 24 : Antibiogramme des bactéries A1, M1, A12, M12, T12 appartenant à la famille des Bacillaceae des trois zones humides. 180p

Photo 25 : Antibiogramme des Bactéries A3, M3, T3 appartenant à la famille des

Pseudomonaceae des trois zones humides. 181p

Photo 26 : le profil plasmidique de quelques bactéries présentant une activité enzymatique polysaccharidique importante isolées à partir de trois zones humides (Djorf torba, Macta, Télamine) appartenant à la famille des Enterobactereaceae. 185p Photo27: le profil plasmidique de quelques bactéries présentant une activité enzymatique polysaccharidique importante isolées à partir de trois zones humides

(Djorf torba, Macta, Télamine) appartenant à la famille des Bacillaceae et

Pseudomonaceae. 186p

Annexe diaporamas et images :

Diaporama 01, 02, 03, 04, 05 : Paysage de quelques types de zones humides continentales et littorales.(239,240,241,242,243)p

Diaporama 06: Vue aérienne prise par Google earth du site de prélèvement lagune Macta Wilaya d’Oran.244p

Diaporama 07: Vue aérienne prise par Google earth du site de prélèvement Lac Télamine Wilaya d’Oran.245p

Diaporama 08: Vue aérienne prise par Google earth du site de prélèvement Barrage de Djorf Ettorba Wilaya de Bechar.246p

Liste des tableaux page

Tableau n°01 : Les principales zones humides classées en convention de Ramsar en Algérie.36p

Tableau n°02 : Classification des coques gram(-) et(+).41p Tableau n°03: Classification des bacilles gram(-).42p Tableau n°04 : Classification des bacilles gram(+).43p

Tableau 05 : Qualité bactériologique requise pour les eaux de baignade.47p

Tableau 06: Qualité bactériologique requise pour les eaux douces superficielles utilisées pour la production d’eau livrée à la consommation.47p

Tableau n°07 : Teneur en amylose et amylopectine des amidons de différentes sources botaniques.65p

Tableau n°08 : Degré de polymérisation de l’amylose et de l’amylopectine dans différents amidons.67p

Tableau n°09 : Fabricants d’amidon et de produits à base d’amidon.68p Tableau n°10 : Propriétés général des enzymes amylolytique.69p

Tableau n°11: Les principaux genres bactériens producteurs de pectinases.77p Tableau n°12 : Description de l’échantillonnage.95p

Tableau n°13 : Mesures des paramètres physico-chimiques du premier prélèvement.99p Tableau n°14 : Mesures des paramètres physico-chimiques du second prélèvement.100p Tableau 15 : Mesures des paramètres physico-chimiques du troisième prélèvement.100p Tableau16 :Mesures des paramètres physico-chimiques du Quatrième prélèvement.100p Tableau17 :Mesures des MES matières en suspension durant les quatre prélèvements.101p

Tableau18 :Les principaux antibiotiques utilisés pour la famille des

Enterobactériaceae.129p

Tableau 19 : Les principaux antibiotiques utilisés pour la famille des Bacillaceae.129p Tableau 20 : Les principaux antibiotiques utilisés pour la famille des Pseudomonaceae.129p

Tableau 21 : Déduction des tailles des fragments d’ADN plasmidiques à travers le graphe Log (taille)= F(D).133p

Tableau 22: Les valeurs du PH de chaque zone humide au cours des 4 prélèvements.136p

Tableau 23: Les valeurs de la T°(°c) de chaque zone humide au cours des 4 prélèvements.138p

Tableau 24: Les valeurs de la conductivité (us /cm) de chaque zones humides au cours des 4 prélèvements.139p

Tableau 25:Les valeurs du MES (mg/l) de chaque zones humides au cours des 4 prélèvements.141p

Tableau 26 : Résultats de l’analyse bactériologique au niveau de la zone humide Djorf torba.143p

Tableau 27 : Résultats de l’analyse bactériologique au niveau de la zone humide Macta.143p

Tableau 28 : Résultats de l’analyse bactériologique au niveau de la zone humide Télamine.143p

Tableau 29 : Qualités d’eaux superficielles destinées à la procédure d’eau alimentaire.146p.

Tableau 30: Caractérisation (identification) préliminaire des souches bactériennes isolées à partir de la zone humide Djorf torba.148p.

Tableau 31 : Caractérisation (identification) préliminaire des souches bactériennes

isolées à partir de la zone humide Macta.149p.

Tableau 32 : Caractérisation (identification) préliminaire des souches bactériennes isolées à partir de la zone humide Télamine.150p

Tableau 33: Le profil d’identification numérique de 5 souches aquatiques par system de galerie biochimique Api 20 E.153p

Tableau 34 : Classification des souches isolées de la zone humide Djorf torba par famille.158p

Tableau 35 : Classification des souches isolées de la zone humide du Macta par famille.159p

Tableau 36 : Classification des souches isolées de la zone humide de Télamine par famille.160p

Tableau 37 : Les activités spécifiques amylolytique de différentes souches isolées à partir des trois zones humides (Djorf torba, Télamine, Macta).163p

Tableau 38 : Les activités spécifiques Cellulolytique de différentes souches isolées à partir des trois zones humides (Djorf torba, Télamine, Macta).164p

Tableau 39 : Les activités spécifiques Pectinolytiques de différentes souches isolées à partir des trois zones humides (Djorf torba, Télamine, Macta).165p

Tableau 40 : Quelques bactéries du premier groupe de forte activité amylolytique.167p Tableau 41 : Quelques bactéries du premier groupe de forte activité cellulolytique.169p Tableau 42 : Distribution des souches productrices d’enzymes polysaccharolytiques par zones d’études.174p

Tableau 43 : activité enzymatique polysaccharolytique des souches aquatique les plus performants obtenus par fermentation liquide et technique des puits.176p

Tableau 44 : Caractères enzymatiques de resistance aux ATB et plasmidique des souches aquatiques appartenant à la famille des Enterobactereaceae après mis en électrophorèse.185p

Tableau 45 : Caractères enzymatiques et de resistance aux ATB et plasmidique des souches aquatiques appartenant à la famille des Bacillaceae et Pseudomonaceae après mis en électrophorèse.186p

Tableau 46 : Evaluation des tailles d’ADN plasmidique des bactéries aquatiques appartenant à la famille des Enterobacteraceae, Bacillaceae et Pseudomonaceae par approche comparative.187p

Annexe n°02 :Tableaux et Figures

Tableau n°01 :(annexe) : Table de référence pour la détermination du nombre le plus probable (N.P.P) de bactéries par 100 ml d’échantillon (Monod, 1989).222p

Tableau n°02 : (annexe) : Identification des Bacillus avec la Galerie Api20E (Guy et Jean -Noel, 1990). 223p

Tableau n°03 : (annexe) : Liste des antibiotiques utilisés pour l’antibiogramme des Entérobactéries (Jean et Guy, 1988).225p

Tableau n°04 : (annexe) : Tableau de lecture de la galerie API 20 E.226p

Tableau n°05 : (annexe): Description de la qualité de l’eau des trois zones humides vue à l’œil nue lors des échantillonnages. 229p

Tableau n°06 : (annexe) : Résultat de dénombrement des Germes totaux (CFU/100ml) durant les 4 prélèvements d’eau établie à partir de différentes zones humides étudiées. 229p

[32_img_1] [32_img_2]

Abbott.S.L,2007.Klebsiella,Enterobacter,Citrobacter,Serratia,Plesiomonas and other Enterobacteriaceae.In P R Murray E J Baron J H Jorgensen MA Pfaller M L Landry(Eds),Manual of Clinical Microbiology (9th ed.,pp.698-715).Washington, D C : ASM press.

Aes, 2009.TTC et Tergitol 7 : Base pour gélose lactose au TTC et Tergitole 7 usage in vitro. CHEMUNEX -Combourg -France.1p.

Aida, 2012. (Page consulté le 07Juillet 2012).La règlementations des activités à risques : Directive n°75/440/CCE du 16/06/75concernant la qualité des eaux superficielles destinées à la production d’eau alimentaire dans les états membres

[En ligne].http://www.ineris.fr/aida/consultation_document/1119.

Albersheim .P. et Killias .U., 1962. Studies relating to the purification and properties of pectin transeliminase, archives of biochemistry and biophysics .97: 107-115.

Andremont, 2001. Combattre la résistance aux antibiotiques. Biofutur, 217: 41-43.

Anonyme, 2001. Infections à Gram +positive. Place de la quinupristine.dalfoprestine-dalfoprestine (synercid).Presse Médicale1v-xx11.

Anonymes ,2003.Escherichia coli : souches pathogènes (Page consultée le 27 février 2013) http://membres.lycos.fr/microbio/actualites/Escherichia_coli.html

Anonyme, 1993. La résistance des bactéries : la santé publique menacée. La Lettre de l’Institut Pasteur, 2: 5-10.

Anonyme, 2006. (Page consulté le 02 Juin 2012).Faits saillants-Évolution du développement durable : du nettoyage à la prévention/Conseil national de recherche Cannada,Ottawa,Ontario 2008- 12-19[Enligne].http://archive.nrccnrc.gc.ca.

Ashton .D., Hilton .M., Thomas .K.V., 2004. Investigating the environmental transport of human pharmaceuticals to streams in the United Kingdom. Sci Total Environ. 333: 167-184.

Axelsson .L.T, 2004. Lactic acid Bacteria: classification and Physiology. In lactic acid Bacteria: Microbiological and Functional Aspects, 3rd Ed.p1-66

Ayuso .S.V., Acebes .P., López-Archilla .A.I., Montes .C., Guerrero .M.D., 2009. Environmental factors controlling the spatiotemporal distribution of microbial communities in a coastal, sandy aquifer system (Doñana, southwest Spain). Hydrogeology Journal. Volume 17, Issue 4, pp 767-780.

Ballerini .D., 2006 .Les biocarburants : état des lieux, perspectives et enjeux du développement .N° 01.ED OPHRYS. Paris. France.271p.

Bhat. M.K., 2000. Cellulases and related enzymes in biotechnology. Biotechnology advances, 18, 355-383.

Bahi .K., 2012. Contribution à l’étude phytoécologique des zones humides de la région d’Oran. Thèse de magister. Facultés des sciences. Université d’ORAN -essenia.16p.

Barnaud .G., Fustec .E., 2007.Conserver les zones humides : Pourquoi ? Comment? Ed Quae.296p.

Baron .A. et Thibault .J.F., 1985 .Les enzymes pectolytiques. Dans: Hydrolases et Dépolymérases, enzymes d’intérêt industriel. Mouranche A., Costes C. eds. Gauthier-Villars, Paris, 109-164p.

Bejaoui. B., Bencharrada. R., Moussa. M., Benhamadou. R., Harzallah. A et Chapelle. A., 2005.Caractérisation hivernale de la lagune de Bizerte. Bull inst Nath Science Tech, Mer de Salammbô. Vol.32:79-91.

Beltrame .C., Chazée .C., Galweski .T., Perennou.C., 2012.Zones humides méditerranéenne : Enjeux et perspectives. Premier Rapport de l’observatoire des zones humides méditerranéen-Rapport technique. Tour du Valat. France.128p

Bellan G., Peres J.M., 1974. La pollution des mers. Edit. Presses Universitaires de France. 127p.

Benimeli. C.S, Amoroso. M.J., Chaile. A.P., Castro. G.R., 2003.Isolation of from aquatic streptomyces strains capable of growth on organochlorine pesticides Bioresources technology.89.133-138.

Bernardet.J .F and Nakagawa .Y. ,2003.An introduction to the family flavobacteraceae.In Dworkin,Falkow,Rosenberg,Schleifer and Stackebrandt (Editors),The Prokaryotes:An Evolving Electronic resource for the Microbiological community,3rd Ed.,release 3.15,Springer-Verlag,New York.

Bianchi. M., Marthy. D., Bertrand. J.C., Caumette. P., Gauthier. M., 1989. Les microorganismes du domaine océanique. Edit. Masson.447p.

Bjorkroth .J.,Holzapfel .W.,2006.Genera Leuconostoc,Oenocccus and Weissella.In tne prokaryotes(pp.267-319).SpringerUS.

Blidapharm, 2012, (Page consulté le 03 Février2012).Bactériologie : Vibrionaceae[En ligne].http://www.blidapharm.Wordpress.htm.

Blouzard JC, Coutinho PM, Fierobe HP, Henrissat B, Lignon S, Tardif C, Pagès S, de Philip P., 2010.Modulation of cellulosome composition in Clostridium cellulolyticum: adaptation to the polysaccharide environment revealed by proteomic and carbohydrate-active enzyme analyses.Proteomics.10(3):541-54.

Boudart. G., Dechamp-Guillaume .G et Mazau. D., 1995. Elicitors and suppressors of hydroxyproline- rich glycoprotein accumulation are solubilized from plant cell walls by endo- polygalacturonase. European journal of biochemistry.232: 449-457.

Boeglin J.C., 2000. Contrôle des eaux douces et de consommation humaine. Ed. Techniques de l’ingénieur, 24 p.

Boughriet .R., 2009. (Page consulté 23 mars 2012) .Actu-environnement:La Journée des Zones Humides 2009 souligne l’importance de la bonne gestion des bassins hydrographiques [Enligne].http://www.actuenvironnement.com/ae/news/journee_zones_humides_2009_ramsar_gestio n_bassins_6634.php4.

Buchman, R.E, Gibbons, N.C. 1974. Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology. Eighth edn. Lippincott Williams and Wilkins, USA.

Burhan. A., Nisa. U., Gokhan. C., Omer. C., Ashabil. A and Osman. G., 2003.Enzymatic properties of a novel thermostable, thermophilic, alkalineand chelator resistant amylase from an alkaliphilic Bacillus Sp. Isolate ANT-6. Process Biochem. 38: 1397-1403.

Brenner .D.J., Krieg .N.R., Staley. J.T et Garrity. G.M., 2005 .Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, second edition, vol. 2 (The Proteobacteria), part B (The Gammaproteobacteria), Springer-Verlag. New York. 323-379p.

Brenner D.J., Krieg N.R., Staley J.T., Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology. 2005, Sec. Ed. vol. 2 (ed. G.M. Garrity). Springer, New York, pp. 41–79.

Brenner .K .Y ou L.,Arnold .F. H.,2008.Engineering microbial consortia : a new frontier in synthetic biology.Trends in biotechnology,26(9):483-489.

Brisabois. A., 2001.Intérêt et limites des techniques de caractérisation des salmonella. Epidemiol et santé anim 39 :31-92.

Brisou .J. F et Denis. F., 1978. Hygiène de l’environnement maritime. Edit. Masson.248p.

Brisou .J. F et Denis. F., 1978. Hygiène de l’environnement maritime. Edit. Masson.1-248p.

Cavaco-Pola. A., 1998. Mechanism of cellulase action in textile processes. Carbohydr. Polym, 37: 273-277.

Celerier. JL et Faby. J.A., 2004. La dégradation de la qualité de l’eau potable dans le réseau, 90p. Champ .M., Szylit .O., Raibaud .P., Ait-N.A. , 1983.Production d’amylase par trois souches de lactobacillus isolées à partir de culture de poulet. J Appel Bacteriol .55 (33) :487-93.

Chandrasekaran .M., 1997. Industrial enzymes from marine microorganisms: The Indian scenario .Journal of Marine Biotechnology (1997) 5:86-89.

Charnock et Barry. V ., Simon. J., Mcleary., 2005.Les enzymes application industrielle et analytique .extrait de revue des cenalognes 116 :11-13.

Chamier .A.C et Dixon .P.A. ,1982. Pectines in leaf degradation by aquatic Hyphomycetes. J. Microbiol. 128: 2469-2483.

Cheba .B., 2011. Chitin and Chitosan: Marine Biopolymers with Unique Properties and Versatile Applications. Global Journal of Biotechnology & Biochemistry 6 (3): 149-153

Chelo .Ivo .M.,Libia .zé-zé and Rogério .tenreiro,2007.Genome diversity in the genera Fructobacillus,leuconostoc and Weissella determined by physical and genetic mapping Microbiology February 2010(156):2420-430.

Chelo. I.M.,Libia .zé-zé,Tenreiro .R.,2007.Congruence of evolutionary relationships inside the Leuconostoc-Oenococcus-Weissella clade assessed by phylogenetic analysis of the 16S rRNA gene,DNA A,gyrB,rpoC and DNA K.International journal of systematic and evolutionary microbiology,57(2):276-286.

Cherouana. N., 1996. Contribution à la cartographie et à l’écologie de la végétation aquatique du lac des oiseaux. Thèse d’ingéniorat. Département. Agronomie. Université d’Alger.3-7p.

Colin .J.C et Delecourt .R., 1988. A propos des méthodes d’analyse des enzymes applicables aux préparations enzymatiques industrielles : Actualités des industries alimentaires et agro-industrielles. Actualités des industries alimentaires et agro-industrielles.448-460p.

Collmer .A and Keen .N.T., 1986 .The role of pectic enzymes in plant pathogenesis. Annual Rev Phytopathol.24:383-409.

Courvalin .P., 1997. La résistance aux antibiotiques est devenue préoccupante. La Lettre de l’Institut Pasteur.19: 4-13.

Courvalin .P., Trieu-Cuot .P., 1990. Plasmides et transposons de résistance aux antibiotiques. In : Le Minor L, Veron M. Bactériologie médicale, 2 ed. Paris : Flammarion Médecine-Sciences. : 316- 331.

Crosa .J.H., Tolmasky. L.A., Falkow. 1994. Plasmids. In: Methods for general and molecular bacteriology, Chapter 16.123-152p.

Delarras. C., 1998 .Microbiologie. 90 heures de Travaux pratiques. Ed, Gaëtan Morin, France, .40- 275p.

Delarras. C et Trébaol .B., 2003. Surveillance sanitaire et microbiologique des eaux : Reglementations –Prélèvements-Analyses. EMinter.Ed Tec&doc.Londre-Paris-Newyork, 108p.

Delarras. C., 2007. Microbiologie pratique pour le laboratoire d’analyse ou de contrôle produit cosmétiques, eaux, produits pharmaceutiques. Edi. Tec&Doc Lavoisier-Paris. 108p.

Dennouni .A.,2011.Isolement des microorganismes producteurs d’enzymes industriels à partir de Rhizosphère.Mémoir de Master.Université USTOMB.22-23-24p.

Desmarteaux.D.,Queneville.Y.,Lau.P.,2012. (Page consulté le 03 Mars 2012). Nouvelle pectine- lyase thermostable et à activité catalytique accrue (L-11927) : Conseil national de recherche Cannada.[En ligne].http://archive.nrc-cnrc.gc.ca/fra/licences/irb/pectine-lyase.html.

Devos .K. J et al,2008.Role of axonal transport in neurodegenerative diseases.Annual review of neurosciences,2008.31:p151-173.

DGF, 2012. (Page consulté le 3juiellet 2012).Direction général des forets : Les zone humides en Algérie [En ligne]. http://www.dgf.gov.dz/zones_humides/index.php

DGF, 2012. (Page consulté le 3juiellet 2012).Direction général des forets : Les zone humides en Algérie [En ligne]. http://www.dgf.gov.dz/zones_humides/sites.php

DGF, 2006.Atlas des zones humides Algériennes d’importance internationale. Ministre de l’agriculture et développement rural. Edition2004.75p.

Dhevendaran. K., Radha. S., Natarajan. P., 1993. B-glucosidases activity in Micrococcus Sp. From the retting growd. Indian Journal MarSci22:300-302

Diagnostic Pasteur, 1987. Milieux et réactifs de laboratoire Microbiologie Immunologie 3 ^éme

édition, 728p.

Dib. I., 2009. L’impact de l’activité agricole et urbaine sur la qualité des eaux souterraines de la plaine de Gadaine- Ain Yaghout (Est Algérien). Mémoire de magister en hydraulique, construction hydro-technique et environnement, faculté des sciences de l’ingénieur, département d’hydraulique, Université Hadj Lakhdar Batna, 127 p.

Didier, 2010.La gestion des zones humides. CRPF.1-5p.

Dieng.M.C.,1999.Identification et caractérisation de la microflore du vin de P par les techniques de biologie moléculaire.Thèse de doctorat troisième cycle.Université Cheikh Anta Diop.Sénégal

Djibaoui .R., Bensoltane. A., 2005. Effect of iron and growth inhibitors on siderophores production by Pseudomonas fluorescens. African Journal of Biotechnology. 4(7): 697-702.

Djouldé Darman. R., Etoa. F.X., Essia Ngang. J.J., Mbofung. C.M.F., 2005. Screening des microorganismes à potentialités fermentaires pour le manioc. Tropicultura, 11-18.4p

DRFB, 2011.documentation technique.108p.

Durand .G. et Monasan .P. ,1982. Les enzymes: production et utilisation industrielles. Coll. Bioch. App. (Costes C. ed.), Gauthier Villard. Paris. 352p.

Eaton. A.D., Clesceri. L.S and Greenberg. A.E., 1995. Standard methods for the examination of water and wastewater, 19th Ed. American Public Health Association, Washington, D.C.

EPTB, 2012. (Page consulté 04 juin 2012).Bassin versant de la serve nantaise: la serve nantaise et ses affluents ensemble les gérer et les valoriser pour mieux les protéger[En ligne]. http://www.sevre- nantaise.com/bassin-versant/présentation

European Environment Agency (EEA)., 2008. Ecosystem Accounting for the Cost of Biodiversity Losses: Framework and Case Study for Coastal Mediterranean Wetlands. Available online at http://www.eea.europa.eu/highlights/ understanding-the-full-value-of-biodiversity loss/ ecosystem- accounting for-the-cost-of biodiversity- losses-framework-and-case-study-for coastal- mediterranean-wetlands-abstract-2013 31- march-2008

Euzéby .J.P.,2010.List of Bacterial Names With Standing in Nomenclature.Int.J.Syst.Bacteriol. Evans .J.J., Klesius .P.H., Shoemaker. C.A.,2006 . An overview of Streptococcus in warmwater fish. Aquaculture Health International.7:10–4 .

Farmer, J. J., III, B. R. Davis, F. W. Hickman-Brenner, A. McWhorter, G. P. Huntley-Carter, M.

A. Asbury, C. Riddle, H. G. Wathen-Grady, C. Elias, G. R. Fanning, A. G. Steigerwalt, C. M. O’hara, G. K. Morris, P. B. Smith, and D. J. Brenner., 1985. Biochemical identification of new species and biogroups of Enterobacteriaceae isolated from clinical specimens. J. Clin. Microbiol. 21:46–76.

Feillet .P., 2000.Le grain de blé composition et utilisation : Les enzymes amylolytiques. Edition Quae Amazon France.124-125p.

Fenghour. H., 1998 .Recherche de l’activité pectinolytique et amylolytique chez 22 souches de champignons microscopiques isolées à partir d’un sol de la région d’El Kala (Nord-Est).Thèse de Magister. Université d’Annaba.112p.

Fengour. H.,Ladjama. A.et Taib. Z.,2002.Recherche de l’activité pectinolytique chez des souches de champignons microscopiques isolées d’un sol de la région d’el kala.Technologies Avancées.14

:55-60.

Fiche technique antibiogramme pasteur, 1995.

Flint. K.P., 1987. Numerical estimates of coliform mortality rates under various conditions. Water pollution control board journal.2477-2484p.

Fogarty. W.M., Kelly. C.T., 1980. Amylase, amyloglucosidase and related glucanases. In Rose (A.H.) Ed. Economic microbiology. Microbial enzymes and bioconversion. London: Academic Press, Vol. 5. 115-170p.

From, C., Pukall, R., Schumann, P., Hormazabal, V., & Granum, P. E.,2005 . Toxin-producing ability among Bacillus spp. outside the Bacillus cereus group. Applied and Environmental Microbiology (3),1178-1183.

Gambro, 2002. Mesure de la pureté de l’eau : nouvelle normes sur les liquides et leur manipulation en dialyse.HCFR 2069.8p

Garcia-Armisen .T., Passerat .J., Anzil .A., et Servais .P. ,2010.Les bactéries autochtones antibiorésistantes : occurrence et diversité. Ecologie des Systèmes Aquatiques, Université Libre de Bruxelles. p1, 16. Programme PIREN-Seine – Phase V.

Garzon.P, 2012. (Page consulté 05/05/2012).Contrat de rivière Arly. Doron. Chaise : Les rivières/ les tourbière du bassin [En ligne]. http://www.contrat-riviere-arly.com/fr/les-rivieres/les-tourbieres- du-bassin/les-rivieresles-tourbieres-du-bassin.htm

Gastellier. M., 2006. GELOSE VIANDE-FOIE SULFITE .Fiche technique Viande Foie Sulfite.1-2p

Gastinel. Pierre.; et al.1957. Précis de bactériologie médicale., 2. éd. refondue Paris.Masson.

Gaudichon.C., Argot. C.,Geyer.S., Israël .S., Loiseau., 2002. L’antibiorésistance, c’est les autres. 6p.

Gaujous. D., 1995. La pollution des milieux aquatiques. Edit. Lavoisier Techniques et documentation .Paris.2 17p.

Gauthier .E. ,1993. Les antibiotiques: l’envers du miracle. Agera, 01(2): 4p.

George. M. Garrity: Bergey’s manual of systematic bacteriology. 2. Auflage. Springer, New York, 2005, Vol. 2: The Proteobacteria Part C: The Alpha-, Beta-, Delta-, and Epsilon Proteobacteria ISBN 0-387-24145-0.

Ghizellaoui S, 1994 .Evaluation de la qualité des ressources en eau alimentant la ville de Constantine, prévision de la demande en eau à l’horizon de l’an 2010. Thèse de magister en chimie analytique et traitement des eaux.13-24p.

Gillings .M., Fahy .P et Davies .C., 1993. Restriction analysis of amplified polygalacturonase gene fragment differentiates strains of the phytopathogenic bacterium Pseudomonas sp. Letters in applied microbiology. 17: 44-48.

Gong.C.S., Cao.N.J and G.T.Tsao, 1999. Ethanol production from renewable resources. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. Recent Progress in Bioconversion of Lignocellulosics 65, Springer-Verlag, Berlin: 207-241

Guillaume P.Y, 2004. (Page consulté le 10 mai 2012) la microbiologie : Les milieux de cultures en boite [En ligne]. http://www2.ac-lyon.fr/enseigne/biotech/microbio/milieux.html

Guiraud, J. P, 1998. Microbiologie alimentaire. DUNOD, Paris, 652p.

Guiraud, J. P, 2003. Microbiologie alimentaire : techniques d’analyses microbiobiologiques.

DUNOD, Paris, 651p.

Gummadi .S. N et Panda. T., 2003. Purification and biochemical properties of microbial pectinases-

/a review. Process Biochemistry. 38: 987-996.

Haho, 2009.Gélose SS. Fiche techniqueBiokar diagnostic.1-4p

Haho, 2009.Gélose M17. Fiche techniqueBiokar diagnostic.1-3p

Haho, 2010.Gélose de Chapman au mannitol. Fiche techniqueBiokar diagnostic.1-5p Haho, 2009.Gélose glucose viande-foie .Fiche technique BioKar 157 V5.1-3p Haho, 2009.Gélose à l’extrait de levure .Fiche technique BioKar.1-4p

Haho, 2009.Gélose MRS .Fiche technique BioKar.1-4p

Hamed .M., Guettache .A., Bouamer .L., 2012. Etude des propriétés physico-chimiques et bactériologiques de l’eau du barrage DJORF- TORBA Bechar. Mémoire d’ingéniorat. Université Bechar.1-134p.

Haq .I.U., Rani .S., Ashraf .H., Qadeer .M.A., 2002. Biosynthesis of alpha amylase by chemically treated mutant of Bacillus subtilis. – J. Biol. Sci., 2(2), 73-75.

Harold .C. N., 1992. The crisis in antibiotic résistance. Science. 257: 1064-1073.

Heikinheimo .R., Flego .D., Karlsson .M.B., Eriksson .A. et Mae .A., 1995. Characterization of a novel pectate lyase from Erwinia carotova subsp.carotovara. Molecular Plant-microbe interactions. 8: 207-217.

Herron.S. R., Benen.J. A. E., Scavetta. R. D., Visser. J., Jurnak.F., 2000. Structure and function of pectic enzymes: virulence factors of plant pathogens. Proc Natl Acad Sci U SA 97:8762–8769.

Hla .S.S., Suryani .J.K., Kimura .T., Ohmya .K et Sakka .K., 2005. A novel thermophilic Pectate Lyase containing two catalytic modules of Clostridium stercorarium.Biosci.Biotechnol.Biochem.69: 2138-2145.

Hla .S.S., Kikuta .T., Sakka .M., Kimura .T., et Sakka .K., 2006. Enzymatic properties of two catalytic modules of Clostridium stercorarium Pectate Lyase.Biosci Pel 9A.Biotechnol.Biochem.69:2138-2145.

Hopbiol, 2011, (Page consulté le 1 mars 2012).Medium: Alkaline Bile Salt Agar [En ligne].http://www.hopbiol.com/medium/p18HB6240.htm

Hsu .E.J et Vaughn .R.A., 1969 .Production and catabolite repression of the constitutive polygalacturonic acid trans-eliminase of Aeromonas liquefasiens.Journal of Bacteriology.98: 172- 181.

Hugo .R.P., Dolores .G. C., Garcé .B., Gonzo .V., 2012. Towards a rational strategy for monitoring of microbiological quality of ambient waters. Science of the Total Environment. Volume 433:98- 108.

Ibrahim. S.A.,Eldiwany .A.L.,2007.Isolation and identification of new cellulose Producing thermophilic Bacteria from an Egyptian Hot spring and some Properties of the crude Enzyme.Aust.J.Basic Appl.Sci.1(4):473-478.

Igarshi .K ., Hatada .Y., Hagihara. H ., Saeki .K ., Takaiwa .M ., Ulmura .T ., Ara .K., Ozaki K., Kawai .S., Kobayashi .T and Ito .S., 1998. Enzymatic properties of novel liquefying α-amylase from an alkalophilic Bacillus isolated and entire nucleotides and aminoacids sequences. Appl. Environ. Microbiol. 64 (9), p: 3282 -3289.

IImberger.N., 2011. Metagenomic cellulases from Bacteria linking IL-tolerance, halotolerance and thermostability.Würde des Doktors der Naturwissenschaften .des Fachbereichs Biologie. Der Universität Hamburg.97p.

ISO, 1990. Qualité de l’eau. Dénombrement des micro-organismes revifiables. Comptage des colonies par inoculation dans ou sur un milieu de culture nutritif gélosé. NA 763, ISO 6222. Ed. INAPI. Edition et diffusion, Alger, 4 p.

ISO 6222, 1999. Qualité de l’eau — Dénombrement des micro-organismes revifiables — Comptage des colonies par ensemencement dans un milieu de culture nutritif gélosé. 1-4p.

Janda .J .M .,Abbott .S.L .,2010.The genus Aeromonas :taxonomy,pathogenicity and infection clinical Microbiology Reviews,23(1):35-73.doi:10.1128/CMR.00039-09.

Janda .J .M., Abbott. S.L. ,2006.The Genera Klebsiella and Raoultella.The Enterobacteria(2nd.,pp.115-129).Washington,USA/ASM press.

Jerome.J Peurry., James.T., Stephen.L., 2004. Microbiologie. Edition DUNOD., p 892.

Joffin .J.N et leyral .Guy., 1988. Microbiologie technique Tom1 dictionnaire des techniques.278p.

Joffin .J.N et leyral .Guy., 1988. Microbiologie technique Tom1 dictionnaire des techniques. Kabour .A., Mekkaoui .A., Chebbah .L., Hani .A., 2011. Évaluation et gestion des ressources hydriques dans une zone aride cas de la Ville de Bechar (Sud Ouest Algérien). Larhyss Journal, ISSN 1112-3680, n° 09/12/2011.7-19p

Kangan-Zur .V., Tieman .D.M., Marlow .S.J. et Handa .A.K., 1995. Differential regulation of polygalacturonase and pectin methyl esterase gene expression during and after heat stress in ripening tomato fruits. Plant molecular biology. 26: 1101-1110.

Karam .N.E. et Belarbi .A., 1997.Une nouvelle propriété technologique des bactéries lactiques : l’activité pectinolytique in les Xèmes Journées Nationales de Microbiologie. Université Ferhat Abbas. Sétif .Abs.

Karam .N-E et Belarbi .A., 2005. Activité pectinolytique des bactéries lactiques : Pectinolytic activity of lactic acid bacteria. Renc, Rech, Ruminants. 12: 398.

Kennedy .J.F., 1987. Enzyme Technology. In Rehm (H.J.), Reed (G.), Biotechnology, a comprehensive treatise in 8 volumes. Weinheim: VCH Verlagsgesellschaft mbH, XII, Vol. 7a 761 p.

King .E. O., Ward. M. K., and Raney .D.E.,1954. Two simple media for the demonstration of pyocyanin and fluorescein. J. Lab. Clin. Med. 44: 301.

Klaitzis.P., Koehler.S.M., Tucker.M.L., 1995.Cloning of tomato polysacharonases expressed in abscission.plant molucular biology.28 :647-656.

Ko .W. C., Chiang .S .R., Lee. H.C., Tang. H.J., Wang. Y.Y., Chuang. Y. C .,2003 .In vitro and in vivo activities of fluoroquinolones against Aeromonas hydrophilia.Antimicrobial Agents and Chemotherapy.47(7):2217-2222.

Kozianowski .G., Canganella .F., Rainey .F.A., Hippe .H. et Antranikian .G., 1997.Purification and characterization of thermostable pectatelyases from a newly isolated thermophilic bacterium, Thermoanaerobacter italicus sp. nov. Extremophiles.1:171-182.

Krieg,Noel .R. ,1976.Biology of the chemoheterotrophic spirilla Bacteriological Reviews,Vol.40,no.1.American Society for Microbiology.55-115.

Krieg .N.R. and Holt .J.G. 1984,Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, vol. 1, The Williams & Wilkins Co, Baltimore, pp. 141-199.

Ladjama. A., 1991.Isolement, purification, et caractérisation d’une endopectate lyase d’une souche de Streptomyces., Thèse doctorat. Université René Descartes de paris, 168p.

Lagzouli .M., El Yachioui .M., Ouhssine .M., Berny .E., Jadal .M., Charouf .R., 2007.Optimisation de la croissance et de la production de glucoamylases extracellulaires par Candida Giulliermond II. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux.146,251-270.p2.

Lauria .B et Bertani .G., 1951.Studies on lysogenesis. I. The mode of phage liberation by lysogenic

Escherichia coli. J. Bacteriol. 62:293-300.

Leclerc.H.,Buttiaux .R.,Guillaume .J.,Wattre .P., 1977.Microbiologie appliquée.Doin édition, 227p.

Leclerc .H., Festy .B., Lazar, .P. ,1982.Connaissances actuelles de la pathologie hydrique.

Epidémiologie et santé publique, Masson, Paris, 30: 363-385.

Lebres .E.A., Mouffok .F., 2008. Le cours national d’hygiène et de microbiologie des eaux de boisson. Laboratoires bactériologiques alimentaires et des eaux. Institut Pasteur d’Algérie,Alger.53 p.

Lee .S.M and Koo .Y.M., 2001. Pilot-scale production of cellulose using Trichoderma reesei Rut C- 30 infed-batch mode, J. Microbiol. Biotechnol.11: p 229-233.

Legros .J.P., 2009.La salinisation des terres dans le monde .Académie des sciences et lettres de Montpellier, Conférence numéro=4069, Bull.numéro=40.257-269p.

Leclerc .H., Gaillard .J.L., Simonet .M., 1995. Microbiologie générale : la bactérie et le monde bactérien. Edit. Doin. 535p.

Leclerc .H., Izard .D., Husson .M.O., Wattre .P., Jakubczake, 1983. Microbiologie générale

.Edition Doin., p368.

Le Minor .L., Veron .L., 1989. Bactériologie médicale. Edition Flammarion., 585p.

Lepage .M.J., 2005.Microbiologie de l’eau .journées acéricoles.

Lewin .B., 2000.The replicon, In: Genes VII, Chapter 12.Oxford University Press-Liese. A,C. Wandrey. Wiley. 2000. Industrial biotransformation.

Lewus .C.B., Sun .S. and Montville .T .J.., 1992. Production of an Amylase-Sensitive Bacteriocin by an Atypical Leuconostoc paramesenteroides Strain. Appl Environ Microbiol.58(1): 143–149.

Leyral .G., Joffin. J-N., 1990.Microbiologie technique II documentation technique, 79p.

Liao .C.H., 1991. Cloning of pectate lyase gene pel from Pseudomonas fluorescens and detection of sequences homologous to pel in Pseudomonas viridiflava and Pseudomonas putida. J. Bacteriol.173: 4386–4393.

Liebl .W., Kloos. W.E., Ludwig .W.,2002.Plasmid borne macrolide resistance in Micrococcus luteus.Microbiology(Reading,England).148(pt8):2479-2487.

Lilian , 2006. DSM lance une nouvelle pectinase pour les jus de fruits. blogagroalimentaire.com. [En ligne] Foodnavigator, 2006. [Citation : 3 Avril 2013.] http://www.blogagroalimentaire.com/dsm- lance-une-nouvelle-pectinase-pour-les-jus-de-fruit.

Lin H. C., SU B. H., Chen A. C., Lin T. W., Tsai C. H., Yeh T. F. et Oh W., 2005. Oral probiotics reduce the incidence and severity of necrotizing enterocolitis in very low birthweight infants. Pediatrics.115: 1-4.

Louis .M., 2011. Etude de la sensibilité aux antimicrobiens, Documentation technique .Lycée de santé et du social Grenoble. p3

Louis .M., 2011. Etude de la sensibilité aux antimicrobiens, Documentation technique .Lycée de santé et du social Grenoble.

Lucas .F., 2011.Diversité microbienne en milieu aquatique urbain. Mémoire d’habilitation à diriger des recherches .Université Paris-Est.1-76p.

Luc Wertz J, 2011.L’amidon et le PLA : deux biopolymères sur le Marché.ValBiom.Gembloux Agro-Biotech Belgique. P4-8.DG03/4.

Ludwig .W., Schleifer .K.H. et Whitman .W.B.: Family III. Listeriaceae fam. nov. In: P. De Vos,

G.M. Garrity, D. Jones, N.R. Krieg, W. Ludwig, F.A. Rainey, K.H. Schleifer And W.B. Whitman (eds), 2009. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, second edition, vol. 3 (The Firmicutes), Springer, Dordrecht, Heidelberg, London, New York, 244p.

Ludwing et al,2009 in Halter .E.L.,Neuhaus.K.,Scherer.S.,2013.Listeria weihenstephanensis sp.nov.,isolated from the water plant Lemna trisulca taken from a freshwater pond.International journal of systematic and evolutionary microbiology,63(Pt2),614-647.

Liu .J., Zhang .Z., Zhu .H., Dang .H., Lu .J. and Cui .Z., 2011.Isolation and characterization of α-amylase from marine Pseudomonas sp. K6-28-040.African Journal of Biotechnology Vol. 10(14):2733-2740.

Makarova .K.,Slesarev .A.,Wolf .Y.,Sorokin .A.,Mirkin .B,.Koonin .E., Pavlov .A., Pavlova .N.,et al,2006.Comparative genomics of the lactic acid bacteria.Proc Natl Acad Sci USA .103(42):15611-6. Maiga .M.H et Dicko. M.B., 2003.Politique nationale des zones humides du mali, article (41),

ministre de l’environnement mali, 10p.

Manuel de Bergey., 1984. Systematic bacteriology; 9^th edition.

Manuel des travaux pratiques., 2004. Analyse des eaux, Institut Pasteur d’Algérie.116p.

Maurin .C., 1974. La conchyliculture française : le milieu naturel et ses variations (première partie). Institut scientifique et technique des pêches maritimes. Nantes. 112 – 117p.

Marouche .A., 2012. Extraction de plasmides à partir de quelques bactéries aquatiques.Master.USTOMB.1-85

Marchal .N., Bourdou .J.L., Richard .C., 1982. Les milieux de cultures. Edition Doin., 482p.

Mateos .P.F., Jimenez-Zurdo .J.I. et Chen .J., 1992. Cell-associated pectinolytic and celluolytic enzymes in Rhizobium leguminosarum. Applied and Environmental Microbiology.58: 1816-1822.

Medail .F., Quezel .P., 1999.Biodiversity hotspots in the Mediterranean basin: setting global conservation priorities, conserve.Biol:13(1999):1510-1513.

Medraoui .L., 2010.Techniques de séparation et d’analyse des acides nucléiques: ADN, ARN & plasmides. TD n°01 Biologie moléculaire Module M21 élément E2.Laboratoire de Microbiologie et biologie moléculaire, facultés des sciences. Université Mohammed 5 Rabat.1-54p.

Mestre .M., 2011.Aménagement du territoire et zones humides. Ongle de vue journal du causa/Conseil architecture urbanisme environnement du puy-de-Done 21 :1-28

Monnet .D.L., Emborg .H.D., Anderson .S.R., Schöller .C., Sorensen .T.L., Bager,

.F.,1999.Surveillance de la résistance antimicrobienne au Danemark, 5p. www.mapaq.gouv.qc.ca/Fr/Productions/ sante animale/surveillance/antibiorésistance.

Monod .J., 1989. Mémento technique de l’eau. Degrémont 9^ème édition. Tome 1. p 592.

Moran .F., Nasuno .S., Mortimer .B et Starr .P.,1967. Extracellular and Intracellular Polygalacturonic Acid trans-éliminses of Erwinia carotovora.Archives of

biochemistry and biophysics .123: 298-306.

Mossel .D.A.A., Koopman .M.J., and Jongerius .E., 1967. Enumeration of Bacillus cereus in Foods. App. Microb., 15, (3):650-653.

Moulay .H .S., 2011.Isolement des microorganismes producteurs d’enzymes à intérêt industriel à partir des milieux aquatique. Mémoire de Master, université USTOMB.12p.

Moustardier, 1972. Bacteriologie medicale.Ed Maloines.

Nagel .C.W et Vaughn .R.H., 1960. The characteristics of a polygalacturonase produced by Bacillus polymyxa. Archives of Biochemistry and Biophysics .93: 344-352.

Nagendra Prabhu .G., Renu .S., Chandrasekaran .M., 1994. Characterization of L-glutaminase from marine Vibrio .Paper presented at the 16 Th international congress of biochemistry and molecular biology, heed at New Delhi, India, 19-22september 1994.

Nelson .N. A., 1944. Photometric adaptation of the SOMOGYI method for the determination of glucose. The may Institute for medical research of the Jewish hospital. 375-380p.

Nielsen .J. E and Borchet .T. V., 2000. Biochim. Biophys. Acta. 1543: 253-274p.

Nigam .P., Singh .D., 1995. Enzymes and microbial systems involved in starch processing. – Enzyme Microb. Technol. 17(9), 770-778.

Nkurikiyinfura .J. B, Bayingana .C, Twagirumukiza .M., 2001. (Page consulté le 25Mars 2012). Etude de l’activité des antibiotiques sur les germes isolés au service de bactériologie du laboratoire universitaire de Butare de 1991 à 2000. A propos de 8047 souches[En ligne]. www.Santetropicale.com/rwanda/antibio.

Noëmie, 2011.Les milieu de cultures en bactériologie. bio303.1-12p

Observatoire des zones humides méditerranéennes, 2013.(Page consulté le 02 mai 2013) .Les zones humides de la méditerranée leurs superficies s’est réduite de moitiés en danger. (Nature Alerte). [En ligne]. http://naturealerte.blogspot.com /2012/02/22022012Les-zones-humides-de-html.

Observatoire des zones humides méditerranéennes, 2013.(Page consulté le 02 mai 2013) .La carte des zones humides en méditerranée. (Nature Alerte). [En ligne]. http://www.medwetlands-obs- org/fr/content/evaluationsgeographiques.

Observatoire-environnement, 2012. (Page consulté le 04 avril 2012) L’Environnement en Poitou Charente : Patrimoine naturel :Les milieux régionaux – Les zones humides et les milieux aquatiques nonmarins[Enligne].http://www.observatoireenvironnement.org/tbe/spip.php?id_article=2525&page

=imprimer.

Oliver J.D., 2005. The viable but nonculturable state in bacteria. J. Microbiol. 43: 93-100.

Ould Brahim Elkory .M.,1998. Bacille pyocyanique : identification et sensibilité aux agents antibactériens. Thèse de Magister, Université Badji Mokhtar-Annaba, 115p.

Ovando. S. et Waliszewski . K. ,2005. Commercial cellulases preparations and their applications in extractives processes. Universidad y ciencia, 21 (42) :111- 120.

Overman.T.L.,1980.Antimicrobial Susceptibility of Aeromonas hydrophilia.ANTIMICROBIAL AGENTS AND CHEMOTHERAPY?.17(4):612-614.

Oyeleke .S.B et Oduwole .A.A., 2009.Amylase production by bacteria isolated from a cassava waste discharge in Mina, Niger State, Nigeria. African Journal of Microbiology Research. 3 (4):143-146.

Paffoni .C., Welte .B., Gousailles .M., Montiel .A., 2006. New molecules involved by the European directives: from wastewater to drinking water treatment plants [Nouvelles molécules mises en cause par les directives européennes: De la station d’épuration à l’usine de traitement d’eau potable]. Journal Européen d’Hydrologie. 37: 21-38.

Pakoto Alson .AO., Dromigny .JA., Pfister.P., Mauclère .P., 2001.Vibrio cholerae à Madagascar : étude d’une souche multirésistante. Arch Inst Pasteur Madagascar 67 (1&2): 6-13.

Palleroni .N.J., 1984.Pseudomonadaceae. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology.

Palleroni .N .J,1984.Pseudomonas.Topley and Wilson’s Microbiology and Microbiol Infections. Patry .N., 2007.Inventaire à l’échelle locale .Mémoire de fin d’étude ingénieur .Ecole superieur d’agriculture d’Angers .France.36p.

Pear .J.R., Sanders .R.A., Summerfelt .K.R., Martineau .B. et Hiatt .W.R., 1993. Simultaneous inhibition of two tomato fruit cell wall, hydrolases, pectine-methyl esterase and polygalacturonase, with antisense gene constructs. Antisense research and development. 3:181-190.

Pediatrics & Child Health, 1996. (Page consulté le 09 Février 2012). La résistance antimicrobienne : ses conséquences sur le traitement des infections courantes de l’enfant.01(1): 57- 62[En ligne]. www.cps.ca/français/enonces/ID/id96-02.

Pelmont .J., 1993. Bactéries et environnement : adaptations physiologiques. Collection Grenoble Sciences.899p.

Petitdemange.E., Gaillet. F., Giallo. J., Gaudin. C.,1984. Clostridium celhlolyticztnz sp. nov., a cellulolytic, mesophilic species from decayed grass. Int. J. System. Bact. 34 :155-159.

Philip .P., 2010. Modulation of cellulosome composition in Clostridium cellulolyticum: adaptation to the polysaccharide environment revealed by proteomic and carbohydrate-active enzyme analyses. (2010) Proteomics. 10(3):541-54.

Poignant .L., 2011.(Page consulté le 06 Avril 2012).Mode opératoire/Procédure : Coloration desspores.[Enligne].http://www.techmicrobio.eu/index.php?option=com_content&view=article&id= 187&Itemid=187.

Prescott .M., Harley .L., Klein .J., Willey., 2010. Microbiologie, 3eEd de Boeck Paris.1088p.

Prescott. M. ,Lansing ., 2003. Microbiologie. Ed. De Boeck. ISBN 2-8041-4256-6

Primose .S., Twyman .M et Old .R., 2004.Génie Génétique 6eEd de Boeck Paris.400p.

Profweb, 2012. (Page consulté le 02 Mai 2012).Question 31 : Pourquoi ne peut-on pas digérer la cellulose?.[Enligne].http://eureka.mpronovost.ep.profweb.qc.ca/index.php/Question_31_:_Pourquoi_ ne_peut-on_pas_dig%C3%A9rer_la_cellulose%3F.

Pruner .J.R. et Kaiser .P.,1964. Etude de l’activité pectinolytique chez des bacteries phytopathogènes et saprophytes des plantes. Ann. Epiphytrés.205-219p.

Querellou .J., 2010. Biotechnologie des archées .Biofutur 310 :45-48.

Rahal .K., 2005. Standardisation de l’antibiogramme en médecine humaine à l’échelle nationale

.Selon les recommandations de l’OMS ; Alger, ALGERIE.,116 p.

Ramsar, 2012. (Page consulté le 03 Juin 2012).Convention Ramsar : Article 1/2[En ligne].www.Ramsar.org

Rexova- Benkova .L. et Markovic .O.,1976. Pectic enzymes. Adv. Carbhydr. Chem. Biochem. 33: 323-385.

Riservato.E., Boudot .J.P, Ferreira.S., Jovic.M, Kalkman.V-J., Schneider.W., Samraoui .B-Y., Cuttelod .A., 2009. Statut de Conservation et Répartition Géographique des Libellules du Bassin Méditerranéen. Gland, Suisse et Malaga, Espagne : UICN. viii + 34 pp.

Rodier .J., Bazin .C., Brontin .J. P., Chambon .P., Champsaur .H., Rodier .L., 1996. L’analyse de l’eau : eaux naturelles, eaux résiduaires, eau de mer. DUNOD, 8^eme édition, Paris, 11-35p.

Rodier .J., Bazin .C., Broutin .J. P., Chambon .P., Champsaur .H., Rodi .L., 2005.L’analyse de l’eau, eaux naturelles, eaux résiduaires, eau de mer, chimie, physico-chimie, microbiologie, biologie, interprétation des résultats. Ed. Dunod, Paris, 1384 p.

Rodier .J., Bazin .C., Brontin .J. P., Chambon .P., Champsaur. H., Rodier. L., 1996. L’analyse de l’eau : eaux naturelles, eaux résiduaires, eau de mer. DUNOD, 8^eme édition, Paris, 11-35p.

Rompre. A., Servais. P., Baudart. J., de-Roubin. M-R., and Laurent . P., 2002.Detection and enumeration of coliforms in drinking water: current methods and emerging approaches. Journal of Microbiological Methods 49 (1):31-54.

Ryser .E.T., Marth .E.H, 1999. Listeria, listeriosis and food safety. 2nd edition, New-York NY: Marcel Dekker.

Ryser .E.T.,Marth .E.H .(Eds),2007.Listeria,Listeriosis and food safety.CRC Press.

Saavedra.M.J.,GuedesNovais.S.,Alves.,Rema.P.,Tacao.M.,Correia,A.,MartinezMurcia.A.,2004. Resistance to beta-lactam antibiotics in Aeromonas hydrophilia isolated from rainbow trout (Oncorhynchus mykiss).International Microbiology:The official Journal of the Spanish Society for Microbiology.7(3):207-211.

Sadhu .S., Ghosh .P. K. , De .T. K., Maiti .T. K., 2013 .Optimization of Cultural Condition and Synergistic Effect of Lactose with Carboxymethyl Cellulose on Cellulase Production by Bacillus sp. Isolated from Fecal Matter of Elephant (Elephas maximus). Advances in Microbiology.3:280-288 Sakai .T., Sakamoto .T., Hallaert .J et Vandamme E.J., 1993. Pectin ,pectinase, and protopectinase: production, properties, and applications. Adv. Appl. Microbiol.39: 213-294.

Salah Sheble .I.A and El-Diwany .A.I, 2007. Isolation and Identification of New Cellulases Producing Thermophilic Bacteria from an Egyptian Hot Spring and Some Properties of the Crude Enzyme. Australian Journal of Basic and Applied Sciences, 1(4): 473-478

Samie .N., Reddy .P.R.M., Ashouri .M., 2011. Novel extracellulaire hyper acidophiles et thermostable α-amylase de Micrococcus sp. NS 211.64(2) : 136-144.

San-fu .Tsai.,Chi. Yang.,Bing-Lan.,Jenn-Sheng .Hwang.,Shu-Peng .Ho.,2006.Role of oxidative stress in thuringiensin-induced pulmonary toxicity;Toxicology and applied Pharmacology,Volume 216,Issue 2 ,15 october 2006,3476353p.

Saramma .A.V, Babu .P., 1994 .Regulation of alpha amylase biosynthesis in vibrio. alginolyticus

(MB1).Indian J ExpBiol32:515-516.

Sarlin .M., 2008. Travaux pratiques Bio121.Université Joseph Fourier (GRENOBLE 1).1-45p.

Sarniguet. A et al ,1995. «Le facteur sigma σ s affecte la production d’antibiotiques et de l’activité de contrôle biologique de Pseudomonas fluorescens Pf-5″ P Natl Aca Sci USA 92: 12255-12259.

Sar, 2012. Dénombrement des micro-organismes revivifiables à 22°c et/ou 36°c. incorporation en gelose. cwea. Institut scientifique de santé public.1-4p.

Sawada .K., Ogawa .A., Ozawa .T., Sumitomo .N., Hatada .Y., Kobayashi .T et Ito .S., 2000. Nucleotide and amino-acid sequences of a new-type pectate lyase from an alkaliphilic strain of Bacillus. Eur. J. Biochem. 267: 1510-1515.

Servais.P and Passerat .J., 2009. Antimicrobial resistance of fecal bacteria in waters of the Seine river basin (France). Science of the Total Environment. 408: 365-372.

Servais .P., Garcia-Armisem.T., George.I., Billem.Goncalvez.A et Thibart.S., 2007.La contamination microbiennes des eaux du bassin de la seine. Plaquette contamination microbienne 302 :1-35.

Servais .P., Castignolles.N., Petit .F., George .I., Buffer-Janverne.C., Fichet. A., 1999.Contamination bactérienne et virale .Programme scientifique Seine-Aval n°06.Ed Quae. Amazon France.3-5-7p.

Shana Nair, Loka Bharathi .P.A., Achuthankutty .C.T., 1978. Distribution of heterophic bacteria in marine sediments .Indian J Mar Sci 7:18-22

Sharpe .M. E., 1979. Identification of the lactic acid bacteria, identification methods for microbiologists. Skinner F.A and D.W, lovelock (Edi). Academic press (London). P1233 – 1255.

Sicard .P. ,1982. Applications industrielles des enzymes. In : Les enzymes production et utilisations industrielles. Durand G., Monson P. Editions Gauthier – Villars, Paris.p:121-164

Sidi Baba .A. et Bent Mohammed .A., 2008.Manuel de travaux pratiques de microbiologie BG2.Université de Nouakchott, facultés des sciences et techniques, département de biologie.1-27p.

Simpson .C.L et Russell . Roy .R.B.,1998.Intracellular α-Amylase of Streptococcus mutans. J Bacteriol. 180(17):4711–4717.

Singh .L., Agarwal .M.K., Sai Ram .M., Alam .S.I., 2000. Characterization of Aeromonas hydrophila strains and their evaluation for biodegradation of night soil. World Journal of Microbiology and Biotechnology 16, (7):625-630.

Sivaramakrishnan .S., Gangadharan .D., Madhavan .K. , Nampoothiri, Socco .C.R. and Pandey.A.2006. a-Amylases from Microbial Sources – An Overview on Recent Developments. Food Technol. Biotechnol. 44 (2):173–184.

Skinner .J., Zalewski .S., 1995. Fonctions et valeurs des zones humides méditerranéennes. Arles : Tour du Valat. 78p.

Smith K.J.,Neafie J.,Yeager and H.G.Skelton,1999.Micrococcus fedliculis inHIV-1 deseaese.British Journal of Dermatology ,Vol 141,n03.British Assocition of Dermatologists.558-561.

Smith.T.J., Blackman.S.A., and Foster.S.J.,2000. Autolysins of Bacillus subtilis: multiple enzymes with multiple functions. Microbiology .146 (Pt 2) :249-262.

Srivastava .R.A.K., Baruah .J.N., 1986 .Culture conditions for production of thermostable amylase by Bacillus stearothermophilus. – Appl. Environ. Microbiol, 52(1), 179-184. http://www. pubmedcentral.nih.gov/picrender.fcgi?artid=203436&blobtype=pdf.

Stanier .R., Ingraham .J.L., Weelis .M., Painter .P., 1986.Microbial genetics: genetic exchange and recombination. In: The Microbial World, 5th .Edition, Prentice-Hall, N.J., USA.P1265.

Starr .M.P.,1961. Pectin and galacturonate metabolism of phytopathogènes bacteria. Recent Adv. Bot., 7:632-635.

Stotz.H.U., Powell.A.L. , Daman.S.E., Greve.L.C.,Benett.A.B. and labavitch.J.M., 1993.Molecular characterization of a polygalacturonase inhibitor from pyracommen’s L.a:Bartelh.Plant physiol.102:133-138.

Sugden. C. et Bath .M. K., 2000. Cereal straw and pure cellulose as carbon sources for growth and production of plant cell wall degrading enzymes by Sporotrichum thermophile. World journal of Microbiology and biotechnology, 10, 444-451.

Summer .D.K., 1996. The anatomy of bacterial plasmids. In: The biology of plasmids, Chapter 1, Blackwell Science Ltd.

Taha .I., Zaghloula .H.M., Hendawya .S., Assarc .E.l., Mostafab .M.H.,2002. Enhanced stability of the cloned Bacillus subtilis alkaline protease gene in alginate-immobilized B. subtilis cells, Enzyme Microb. Techno.30 (2002) 862–866.

Teather .R.M. and Wood .P.J., 1982.Use of Congo Red-polysaccharide interactions in enumeration and characterization of cellulolytic bacteria from bovine rumen. Applied and Environmental Microbiology.43:777–780.

Terzaghi .B and Sandine .W., 1975. Improved medium for lactic streptococci and their bacteriophage. Appl EnvMicrobiol .29:807-813.

Thibault .J.F. et Petit .R., 1979. Les substances pectiques généralités et domaine d’application dans les industries alimentaires. Industries Alimentaires et Agricoles.12:231-251.

Truswell .A.S., 1977. The American journal of clinical nutrition. 30: 171-175.

Truuong .L.V., Tuyen .H., Helmke .E et Binh .L.T., 2001. Clonning of pectate lyase gen from the marine Antractic bacterium Psodoalteromonas haloplanktis strain ANT/505 and characterization of the enzymes.Extremophiles.5: 35-44.

Ueki .A., Hirono .T., Sato .E., Mitani .A., Ueki .K., 1991. Production d’éthanol et d’amylase par Clostridium sp nouvellement isolé.World Journal of Microbiology and Biotechnology.7(3):385-393.

University of Cambridge., 2012. (Page consulté le05Mai 2012).The structure of wood (I): The structure of cellulose [En ligne]. http://www.doitpoms.ac.uk/tlplib/wood/structure_wood_pt1.php

Verma .V., Avasthi .M.S., Gupta .A.R., Singh .M. and Kushwaha .A., 2011. Amylase production & purification from bacteria isolated from a waste potato dumpsite in district Farrukhabad u.p state India. European Journal of Experimental Biology.1 (3):107-113.

Veron .B., 2013. (Page consulté le Avril 2013) .Microbiologie médicale : milieux de base non sélectifs pour l’isolement des bactéries [En ligne]. http://www.microbiologie- medicale.fr/milieuxdisolement/nonselectifs/gno.htm.

Violet, 2013. (Page consulté le 12 Avril 2013).Taxonomie bactériennes [En ligne].http://www2b.ac.Lille.fr/biotechnologies/taxonomie.htm.

Wieser .M., Denner .E.B., Kampfer. P., Schumann .P., Tindall .B., Steiner .U .,Vybiral .D., Lubitz. W., Maszenan. A.M., Patel .B.K .,Seviour .R.J., Radax .C., Busse. H.J.,2002.Emended descriptions of the genus Micrococcus,Micrococcus luteus (cohn1872) and Micrococcus lylae (Kloos et al,1974).International journal of Systematic and Evolutionary Microbiology.52.(pt2):629-637.

Wilson .D. B., 2008. Three microbial strategies for plant cell wall degradation. Ann N Y Acad Sci

1125: 289-97.

Wiseman .A.,1978. Introduction to topics in enzyme and fermentation biotechnology 3.Ed. Wiseman. Ellis Horwood Ltd., pp60-66.

Wróblewska .J., Niezgódka .P., Gospodarek .E., Wróblewski .M.,2011.L’évaluation de L’activité Amylolytique de Souches de Staphylocoques A Coagulase Négative. Med Dosw Mikrobiol.63(3):219-23.

Yala .D., Merad .A. S., Mohamedi .D., Ouarkorich .M. N., 2001. Résistance bactérienne aux antibiotiques. Médecine du Maghreb, 91 : 13-14.

Yavercovski, Grillas, Gauthier, et Perennou,2004.Les Mares Temporaires Méditerranéennes 2 Volumes. Tour Du Valat. France.127p

Zaghloul .T. L., Kawamura .F et Doi .R .H., 1985. Traditional coupling in bacillus subtilus

Escherichia coli genre fusion J. Bacteriol.164:550-555.

Zobell .C., 1946. Marine microbiology. Edit. Mass Chronica Botanic Company. 240p.

Zucker .M. and Hankin .L., 1970. Regulation of pectate lyase synthesis in Pseudomonas fluorescens and Erwinia carotovora., Jornal of Bacteriology.10: 13-18.

Biblionet: www.wikipidia.org www.googleimage.fr

214

[32_img_3]

Annexe N° 01 : Milieux de culture utilisés et réactifs avec solutions

1. Les milieux de cultures :

M1 : Gélose tryptone-glucose –extrait de levure (T.G.E.A) :

Tryptone 6g Extrait de levure 3g

Agar 15g

Eau distillée 1000ml

PH: 7±0,2 autoclavage 20 min à 120°C

M2 : Bouillon Lactosé au bromocrésol pourpre simple concentration (B.C.P.L S/C) :

Peptone 5g Extrait de levure 2g

Lactose 5g

Pourpre de bromocrésol 0,025g

Eau distillée 1000ml

PH: 6,9±0,2 autoclavage 20 min à 115°C

M3 : Bouillon Lactosé au bromocrésol pourpre double concentration (B.C.P.L D/C) :

Peptone 10g Extrait de viande 4g

Lactose 10g

Pourpre de bromocrésol 0,05g

Eau distillée 1000ml

PH: 6,9±0,2 autoclavage 20 min à 115°C

M4: Milieu de Schubert (milieu indole-mannitol) :

Tryptophane 0,2g Acide glutamique 0,2g

Sulfate de magnésium 0,7g

Citrate de sodium 0,5g

Sulfate d’ammonium 0,4g

Chlorure de sodium 2g

Peptone 10g

Mannitol 7,5g

Phosphate disodique 4g

Phosphate monopotassique 0,6g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,6 autoclavage 10 min à 115°C M5 : Milieu de Rothe S/C : Peptone 20g

Glucose 5g

Chlorure de sodium 5g

Monohydrogénophsphate de potassium(K₂HPO₄) 2,7g

Dihydrogénophsphate de potassium (KH₂ PO₄) 2,7g

Azide de sodium(NaN₃) 0,2g

Eau distillée 1000ml

PH: 6,8±2 autoclavage 20 min à 120°C M6 : Milieu de Rothe D/C : Peptone 40g

Glucose 10g

Chlorure de sodium 10g

Monohydrogénophsphate de potassium(K₂HPO₄) 5,4g

Dihydrogénophsphate de potassium (KH₂ PO₄) 5,4g

Azide de sodium(NaN₃) 0,4g

Eau distillée 1000ml

PH: 6,8±2 autoclavage 20 min à 120°C

M7 : Milieu de Litsky /bouillon à l’éthyle violet et l’azide de sodium (E.V.A) :

Peptone 20g Glucose 5g

Chlorure de sodium 5g

Monohydrogénophsphate de potassium(K₂HPO₄)…. 2,7g Dihydrogénophsphate de potassium (KH₂ PO₄) 2, 7g

Azide de sodium(NaN₃) 0,3g

Solution d’éthyl violet 5ml

Eau distillée 1000ml

PH: 6,8 autoclavage 20 min à 120°C

M8 : Gélose viande-foie (V.F) :

*gélose de base :

Base viande-foie 30g

Glucose… 2g

Amidon… 2g

Agar… 11g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,6 autoclavage 10 min à 120°C

*gélose complète :

Même formule que le milieu de base auquel sont ajoutés : Sulfite de sodium à 5% 50ml

Alun de fer ammoniacal à 5% 10ml

PH: 7,2±0,2

M9 : Bouillon nitraté :

Extrait de viande 3g

Peptone 5g

Nitrate de potassium (KNO₃) 1g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,2±0,2 autoclavage 15 min à 121°C

M10: Bouillon au sélénite /bouillon de Leifson (S.F.B) :

Peptone 5g Lactose 4g

Phosphate disodique 10g

Sélénite acide de sodium 4g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,2±0,2 chauffage au maximum à 60°C pendant 10 min

M11: Gélose Salmonella-Shigella (S-S):

Extrait de viande de bœuf… 5g Bio-polytone 5g

Sels biliaires 8,5g

Lactose 10g

Citrate de sodium 8,5g

Thiosulfate de sodium 8,5g

Citrate ferrique 1g

Vert brillant 0,00033g

Rouge neutre 0, 025g

Agar 13, 5g

Eau distillée 1000ml

PH: 7 stérilisations 30 min à 100°C M12: Eau peptonée alcaline (E.P.A) : Peptone 30g

Chlorure de sodium 30g

Eau distillée 1000ml

PH: 8,6 autoclavage 20 min à 121°C

M13: Gélose nutritive (G.N) :

Peptone pepsique de viande 5g

Extrait de viande 1g

Extrait de levure 2g

Chlorure de sodium 5g

Agar 15g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,4±0,2 autoclavage 15 min à 121°C M14: Milieu de Chapman : Peptone 10g

Extrait de viande 1g

Chlorure de sodium 75g

Mannitol 10g

Rouge de phénol 0,025g

Agar 15g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,6 autoclavage 20 min à 121°C

M15: Milieu de Mueller-Hinton (M.H) :

Infusion de viande de bœuf 300g

Hydrolysat acide de caséine 17,5g

Amidon de maïs 1,5g

Agar 17g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,3±0,1 autoclavage 15 min à 121°C

M16: Milieu de King A : (King et al, 1954)

Peptone trypsique de gélatine (peptone A) 20g

Glycérol 10ml

Sulfate de potassium anhydre 10g

Chlorure de magnésium anhydre 1,4g

Agar 15g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,2 autoclavage 20 min à 121°C

Forme commerciale : le milieu est sous forme de poudre mélanger avec l’agar et pour préparer 100ml de milieu de culture on prend 4,41g la faire dissoudre dans 99ml d’eau distillée avec un 1 ml de glycérol.

M17 : Milieu de King B : (King et al, 1954)

Polypeptone (peptone B) 20g Glycérol… 10ml

Phosphate bipotassique anhydre 1,5g

Sulfate de magnésium 1,5g

Agar 15g

Eau distillée 1000ml

PH: 7,2 autoclavage 20 min à 121°C

Forme commerciale : le milieu est sous forme de poudre mélanger avec l’agar et pour préparer 100ml de milieu de culture on prend 3,33g la faire dissoudre dans 99ml d’eau distillée avec un 1 ml de glycérol.

M18: Milieu GNAB

Peptone… 20g Poudre de l’extrait de bœuf 05g

NaCl… 05g

Sel de bille de bovine 2,5g

L’Agar agar 15g

Eau distillé… 1000ml

PH=8,3_8,5 autoclavage 15 min à 121°C

M19: Milieu Tergitol TTC

Extrait de viande… 05 g

Peptone 10 g

Extrait de levure… 06 g

Lactose 20 g

Bleu de bromothymol 0,05 g

Agar 12,75 g

Eau distillée 1000ml

PH final = 7,2

M20 : Milieu LB (Lauria et Bertani, 1951)

Extrait de levure… 5g Tryptone… 10g

NaCl… 10g

Eau distillée 100ml

Le milieu LB liquide est ajusté à PH=7, stérilisé par autoclavage pendant 20 à 121C°.

M21 : Milieu gélose Mosel

Peptone… 10g Extrait de viande… 01g

Mannitol 10g

Jaune d’œuf………………………………………à 20% ou 10% Sulfate de polymyxine B 0, 01g

Rouge de phénol 0, 025g

NaCl… 10g

Agar 14g

Eau distillé… 1000ml

PH=7,2 autoclavage 15 min à 121°C

M22 : Milieu M17

Tryptone… 5g Peptone de soja… 5g

Infusion de viande… 5g

Extrait de levure… 2,5g

Glycerohydrogénophosphate de sodium 19g

Lactose 5g

Acide ascorbique… 0,5g

Sulfate de magnésium 0,25g

Agar 11g

Eau distillé… 950ml

PH=6,9 autoclavage 15 min à 121°C

M23 : Gélose M.R.S :

Peptone bactériologique 10g.

Extrait de Viande 8g.

Extrait de levure. 4g.

Acétate de sodium 5g.

Phosphate bipotassique 2g.

Citrate d’ammonium 2g.

Sulfate de magnésium 7 H₂O 0,2g.

Sulfate de manganese 4 H₂O 0,05g.

Glucose. 20g.

Tween 80. 1 ml.

Agar 10g.

Eau distillée 1000ml

PH : 6,2 (environ)

M24 : Milieu minimum à base de polysaccharide

Extrait de levure 0,5g Eau distillé… 205ml

Nacl… 0,025g

Polysaccharide 5g

.Les réactifs :
1. Réactif de la recherche de l’oxydase :

Disques imprégnés d’une solution à 1% de chlorhydrate de tetraméthylparaphénylènediamine.

1. Solution de l’eau oxygénée à10% :

Eau oxygénée à 110 V… 0, 5 ml

Eau distillée 14, 5 ml

1. Disques d’antibiotiques :

SANOFI DIAGNOSTICS PASTEUR

Bio Mérieux sa. BIO-RAD

.Les solutions :
1. Eau physiologique :

NaCl… 9g H2Odistillée… 1000ml

1. Lugol:

I2… 1g KI 2g

H2O distillée… 100ml

1. Les solutions et tampons de biologie moléculaire :
  1. Tampon SET : Contenant 20% de saccharose, 50Mm Tris (0,601g) et 50 Mm EDTA (1,625g) pour une préparation de 100 ml
  2. Solution du mélange lytique : doit être préparé fraichement par le mélange de 0,2N NaOH et SDS de 1%
  3. Tampon TE : Tris 50 Mm et10MmEDTA
  4. Tampon TBE(x10) : préparer par adition de 108g de Tris et 55g acide borique à 500ml d’eau distillée .mélanger bien jusqu’à dissolution ensuite ajout de 40ml EDTA 0,5M, PH=8, puis porter à un volume final de 1 litre avec de l’eau distillée.
  5. Bromure d’éthidium (10mg/ml) :

On prend 10mg du bromure d’éthidium la faire dissoudre dans 1 ml d’eau distillée et conserver ce produit au frigo à une basse T° de 4C°.

Annexe N° 02: Tableaux et figures

Tableau 1 : Table de référence pour la détermination du nombre le plus probable (N.P.P) de bactéries par 100 ml d’échantillon (Monod, 1989)

Nombre de tubes donnant une réaction positive sur			NPP dans 100 ml	Limites de confiance à 95%
3 tubes de 10 ml	3 tubes de 1 ml	3 tubes de 0,1 ml	NPP dans 100 ml	Limite inférieure	Limite supérieure
0	0	1	3	< 0,5	9
0	1	0	3	< 0,5	13
1	0	0	4	< 0,5	20
1	0	1	7	1	21
1	1	0	7	1	23
1	1	1	11	3	36
1	2	0	11	3	36
2	0	0	9	1	36
2	0	1	14	3	37
2	1	0	15	3	44
2	1	1	20	7	89
2	2	0	21	4	47
2	2	1	28	10	149
3	0	0	23	4	120
3	0	1	39	7	130
3	0	2	64	15	379
3	1	0	43	7	210
3	1	1	75	14	230
3	1	2	120	30	380
3	2	0	93	15	380
3	2	1	150	30	440
3	2	2	210	35	470
3	3	0	240	36	1300
3	3	1	460	71	2400
3	3	2	1100	150	4800
3	3	3	1400	/	/

Identification des Bacillus :

[32_img_4]Tableau 2 : Identification des Bacillus avec la Galerie Api20E (Leyrel Guy et Joffin Jean -Noel, 1990).

O N

P G

A D H

L D C

O D C

C I T

H 2 S

U R E

T D A

I N D

V P

G E L

G L U

M A N

I N O

S O R

R H A

S A C

M E L

A M Y

A R A

O X

N I T

M O B

LAR

µm

B.Cereus

–

1,4

B .Mycoides

–

1,3

B.Thurengensis(1)

–

1,4

B.Cereus (emetic)

–

1,4

B.anthracis

–

1,3

B. Firmus

–

0,8

B. Lentus

–

0,8

B .Laterosporus

–

0,9

B .alvel

–

0,8

B. Carotarun

–

1,1

B. brevis

–

0,9

B. pesteuril

–

0,7

B. Sphaericus

–

1,0

B. Subtilus

–

0,8

B. amyloiquefaciens

–

0,8

B. Licheniformis

–

0,8

B .Punifus

–

0,7

B. megatherium(2)

–

1,5

B. Circulans

–

0,8

B. macerans

–

0,7

B .polymyxa

–

0,9

B. thiaminolyticus

–

0,7

B. pentotnenticus

–

0,6

B. Coagulans

–

0,8

B.Stearothermophilus(1)

–

0,8

B.Stearothermophilus(2)

–

0,7

B.Stearothermophilus(3)

–

0,9

Inclusions cristallines
Corps périsporaux
Variables

[32_img_5][32_img_6]

Incubé pendant 18 à 24h à 37°C

Figure 1 : Mode opératoire de la galerie Api 20E (Fiche technique pour système API 20 E). .

Tableau 3 : Liste des antibiotiques utilisés pour l’antibiogramme des Entérobactéries (Joffin Jean et LeyrelGuy, 1988)

Antibiotiques	Classe	Charge du disque	Sigle
Famille des – lactamines
Pénicilline G	Pénicillines G	06g	P
Ampicilline	Aminopénicillines	10g	AM
Amoxicilline	Aminopénicillines	25g	AMX
Amoxicilline + acide clavulanique	Aminopénicillines	20g +10g	AMC
Oxacilline	Pénicillines M	5g	OX
Céftazidime	Céphalosporines 3ème génération	30g	CAZ
Céfoxitine	Céphalosporines	30g	FOX
Céfalexine	Céphalosporines orales	30g	CN
Pipéracillline	Aciluréidopénicillines	75g	PIP
Ticarcilline	Carboxypénicilline	75g	TIC
Famille des Aminosides
Kanamycine	Aminosides	30UI	K
Netilmicine	Aminosides	30g	NET
Gentamicine	Aminosides	10UI	GM
Famille des Tétracyclines
Tétracycline	Tetracyclines	30UI	TE
Minocycline	Tetracyclines	30UI	MNO
Famille des polypeptides
Colistine	Polypeptides	50g	CS
Famille des sulfamides
Sulfamides	Sulfamides	200g	SSS
Triméthoprime + Sulfamides	Sulfamides	1,25g + 23,75g	SXT
Famille des Nitro-furanes
Furanes	Furanes	300g	FT
Famille des Quinolones
Acide nalidixique	Quinolones	30g	NA
Divers
Fosfomycine	Fosfomycine	50g	FOS
Vancomycine	Vancomycine	30g	VA
Nitroxoline	Nitroxoline	20g	NI

Tableau 4 : Tableau de lecture de la galerie API 20 E (Manuel de la galerie)

Tests	Substrats	Réactions/enzymes	Résultats
			Négatif		Positif
ONPG	Ortho-nitro-phenyl- -D- galactopyranoside	Bêta- galactosidase	Incolore		Jaune (1)
ADH	Arginine	Arginine dihydrolase	Jaune		Rouge/orangé (2)
LDC	Lysine	Lysine décarboxylase	Jaune		Orangé
ODC	Ornithine	Ornithine décarboxylase	Jaune		Rouge/orangé (2)
CIT	Citrate de sodium	utilisation du citrate	Vert pâle/jaune		Bleu-vert/bleu (3)
H₂S	Thiosulfate de sodium	Production d’H₂S	Incolore/grisâtre		Dépôt noir
URE	Urée	Uréase	Jaune		Rouge/orangé
TDA	Tryptophane	Tryptophane désaminase	TDA immédiat Jaune Marron foncé
IND	Tryptophane	Production d’indole	JAMES/immédiat ou IND/2 min JAMES JAMES Incolore rose Vert pâle/jaune IND IND Jaune Anneau rouge
VP	Pyruvate de sodium	Production d’acétoïne	VP1 +VP2/ 10 min *(5)* Incolore rose/rouge
GEL	Gélatine Kohn	Gélatinase	Non diffusion	Diffusion du pigment noir
GLU	Glucose	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
MAN	Mannitol	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
INO	Inositol	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
SOR	Sorbitol	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
RHA	Rhamnose	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
SAC	Saccharose	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
MEL	Melibiose	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
AMY	Amygdaline	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
ARA	Arabinose	Fermentation/oxydation (4)	Bleu/bleu vert	Jaune/jaune gris
OX	Sur papier filtre	Cytochrome-oxydase	OX/1-2 min Incolore violet
NO₃-NO₂	Tube Glu	Production de NO₂ Réduction au stade N₂	NIT1+NIT2/2-3MIN Jaune rouge Zn/5min Rouge jaune
MOB	API M Medium ou microscope	Mobilité	Immobile	Mobile
McC	Milieu de Mac conkey	Culture	Absence	Présence
OF-F OF-O	Glucose (API OF médium )	Fermentation : sous huile Oxydation : à l’air	Vert Vert	Jaune jaune

Préparation des galeries : (Joffin et Leyral, 1990)
Réunir fond et couvercle d’une boite d’incubation et répartir environ 5ml d’eau distillée dans les alvéoles pour créer une atmosphère humide.
Inscrire la référence de la bactérie sur la languette latérale de la boite.
Placer la galerie dans la boite d’incubation.
Préparation de l’inoculum : (Joffin et Leyral, 1990)
Ouvrir une ampoule de suspension Medium (5ml) et réaliser une suspension homogène avec la colonie isolée sur milieu gélosé.
Inoculation de la galerie : (Joffin et Leyral, 1990)
Remplir tubes et cupules des tests : CIT, VP et GEL.
Remplir uniquement les tubes des autres tests.
Créer une atmosphère anaérobie dans les tests : ADH, LDC, ODC, H2S et URE en remplissant leur cupule d’huile de paraffine.
Refermer la boite d’incubation et incuber à 37°C pendant 18-24h.
Interprétation :
- Détermination du profil numérique :

Sur la fiche de résultats, les tests sont séparés par groupe de trois et une valeur 1, 2 ou 4 est indiquée pour chacun. En additionnant à l’intérieur de chaque groupe les valeurs correspondant à des réactions positives, on obtient 7 chiffres ; la réaction de l’oxydase qui constitue le 21^eme test est affectée de la valeur 4 lorsqu’elle est positive.

- Identification : elle est réalisée à partir de la base de données à l’aide du catalogue analytique.
- La figure 2 montre la fiche de résultat du système Api 20E.

[32_img_7]

Figure 2 : Fiche de résultat du système Api 20E (Fiche technique pour système API 20 E).

Technique de filtration sur membrane :

[32_img_8][32_img_9]

Echantillon liquide

Entonnoir

Membrane filtrante

Support de verre

Pince

Vide

Base

Bouchon en

caoutchouc

Figure 03 : Dispositif de filtration sous vide et mise en culture (Jerome et al,2004).

Tableau 5: Description de la qualité de l’eau des trois zones humides vue à l’œil nue lors des échantillonnages

Zone humide	Couleur de l’eau	Odeur de l’eau	Type de végétation	Observation
Djorf torba	Vert clair	soufre	Herbes halophiles Algues Roseaux	Aucune
Macta	Vert noir foncé	Décomposition organique	Herbes Algues plantules	Présence de matière organique et déchets
Télamine	Transparent tends vers le gris dans des endroits	Aucun	Herbes Culture maraichère Oliviers	Pollution huileuse sous forme d’un noircissement et des taches à la surface

Tableau 6 : Résultat de dénombrement des Germes totaux (CFU/100ml) durant les 4 prélèvements d’eau établie à partir de différentes zones humides étudiées.

Prélèvement	Djorf torba	Télamine	Macta
1	5 .10⁵	444 .10⁵	67 .10⁵
2	73 .10⁵	331 .10⁵	98 .10⁵
3	23 .10⁵	587 .10⁵	54 .10⁵
4	12 .10⁵	892.10⁵	75 .10⁵

Annexe N° 03 : documents

Fiche descriptive sur les zones humides Ramsar (FDR)- version 2009-2014

(Les 4 premières pages)

Peut être téléchargée de : http://www.ramsar.org/doc/ris/key_ris_f.docet http://www.ramsar.org/pdf/ris/key_ris_f.pdf

Catégories approuvées dans la Recommandation 4.7(1990) modifiée par la Résolution VIII.13 de la 8e Session de la Conférence des Parties contractantes (2002) et par les Résolutions IX.1 Annexe B, IX.21 et IX.22 de la 9e Session de la Conférence des Parties contractantes (2005)

Notes aux rédacteurs :

La FDR doit être remplie conformément à la Note explicative et mode d’emploi pour remplir la Fiche d’information sur les zones humides Ramsar ci-jointe. Les rédacteurs sont vivement invités à lire le mode d’emploi avant de remplir la FDR.
D’autres informations et orientations à l’appui de l’inscription de sites Ramsar figurent dans le Cadre stratégique et lignes directrices pour orienter l’évolution de la Liste des zones humides d’importance internationale (Manuel Ramsar 14, 4e édition).
La FDR remplie (et la ou les carte(s) qui l’accompagne(nt)) doit être remise au Secrétariat Ramsar. Les rédacteurs devraient fournir une copie électronique (MS Word) de la FDR et, si possible, des copies numériques de toutes les cartes.
Nom et adresse du rédacteur de la FDR :
Date à laquelle la FDR a été remplie ou mise à jour :

Usage interne seulement

J M A

Date d’inscription Numéro de référence du site

Pays :
Nom du site Ramsar :

Le nom exact du site inscrit dans une des trois langues officielles (français, anglais ou espagnol) de la Convention. Tout autre nom, par exemple dans une langue locale (ou plusieurs) doit figurer entre parenthèses après le nom exact.

Inscription d’un nouveau site Ramsar ou mise à jour d’un site déjà inscrit :

Cette FDR concerne (veuillez ne cocher qu’une seule case)

1. l’inscription d’un nouveau site Ramsar  ; ou
2. des informations mises à jour sur un site Ramsar déjà inscrit 

Pour les mises à jour de FDR seulement : changements apportés au site depuis son inscription ou depuis la dernière mise à jour :
1. Limites et superficie du site

Les limites et la superficie du site Ramsar sont inchangées 

Si les limites du site ont changé :

- 1. les limites ont été marquées plus précisément  ; ou
  2. les limites ont été agrandies  ; ou
  3. les limites ont été réduites** 

et/ou

Si la superficie du site a changé :

la superficie a été mesurée avec plus de précision  ; ou
la superficie a été agrandie  ; ou
la superficie a été réduite** 

** Note importante : si les limites et/ou la superficie du site inscrit sont réduites, la Partie contractante doit avoir suivi les procédures établies par la Conférence des Parties contractantes dans l’annexe à la Résolution IX.6 de la COP9 et avoir fourni un rapport, conformément au paragraphe 28 de cette annexe, avant de soumettre une FDR à jour.

1. Décrire brièvement tout changement majeur intervenu dans les caractéristiques écologiques du site Ramsar, y compris dans l’application des Critères depuis la FDR précédente :

Carte du site :

Voir annexe III de la Note explicative et mode d’emploi pour des orientations précises sur la fourniture de cartes appropriées, y compris de cartes numériques.

1. Une carte du site, avec des limites clairement marquées est incluse sous la forme suivante :
  1. une copie imprimée (nécessaire pour inscription du site sur la Liste de Ramsar) : 
  2. une carte électronique (c.-à-d. JPG ou image ArcView) : 
  3. un fichier SIG avec des vecteurs géoréférencés des limites du site et des tableaux des attributs 
2. Décrire brièvement le type de délimitation appliqué :

P. ex. les limites sont celles d’une aire protégée existante (réserve naturelle, parc national, etc.) ou correspondent aux limites d’un bassin versant ; ou suivent des limites géopolitiques (p. ex. une juridiction locale) ou des limites physiques telles que des routes ou les berges d’un plan d’eau, etc.

Coordonnées géographiques (latitude/longitude, en degrés et minutes) :

Fournir les coordonnées du centre approximatif du site et/ou les limites du site. Si le site se compose de plusieurs zones séparées, fournir les coordonnées de chacune des zones.

Localisation générale :

Indiquer dans quelle partie du pays et dans quelle(s) grande(s) région(s) administrative(s) le site se trouve, ainsi que la localisation de la grande ville la plus proche.

Élévation : (en mètres : moyenne et/ou maximale & minimale)
Superficie : (en hectares)
Description générale du site :

Bref paragraphe résumant les principales caractéristiques écologiques et l’importance de la zone humide.

Critères Ramsar :

Cochez la case située sous chaque critère justifiant l’inscription de ce site Ramsar. Voir annexe II de la Note explicative et mode d’emploi pour les critères et les orientations concernant leur application (adoptés dans la Résolution VII.11). Tous les critères applicables doivent être cochés.

1 • 2 • 3 • 4 • 5 • 6 • 7 • 8 • 9

        

Justification des Critères mentionnés dans la rubrique 13 ci-dessus :

Justifier chaque critère l’un après l’autre, en indiquant clairement à quel critère s’applique la justification (voir annexe II pour des orientations sur les formes acceptables de justification).

Biogéographie (information requise lorsque le Critère 1 et/ou le Critère 3 et/ou certains points du Critère 2 s’appliquent

au site à inscrire) :

Nommer la région biogéographique où se trouve le site Ramsar et indiquer le système de régionalisation biogéographique appliqué.

1. région biogéographique :
2. système de régionalisation biogéographique (citer la référence) :

Caractéristiques physiques du site :

Décrire, le cas échéant, la géologie, la géomorphologie ; les origines – naturelles ou artificielles ; l’hydrologie ; le type de sol ; la qualité de l’eau ; la profondeur et la permanence de l’eau ; les fluctuations du niveau de l’eau ; les variations dues aux marées ; la zone en aval ; le climat général ; etc.

Caractéristiques physiques du bassin versant :

Décrire la superficie, les caractéristiques géologiques et géomorphologiques générales, les types de sols principaux et le climat (y compris le type climatique).

Valeurs hydrologiques :

Décrire les fonctions et valeurs de la zone humide du point de vue de la recharge de l’eau souterraine, de la maîtrise des crues, du

captage des sédiments, de la stabilisation des rives, etc.

Types de zones humides :
1. présence :

Encercler ou souligner les codes correspondant aux types de zones humides du « Système de classification des types de zones humides » Ramsar présents dans le site Ramsar. Les descriptions des codes correspondants aux types de zones humides figurent dans l’annexe I à la Note explicative et mode d’emploi.

Marine/côtière : A • B • C • D • E • F • G • H • I • J • K • Zk(a)

Continentale : L • M • N • O • P • Q • R • Sp • Ss • Tp Ts • U • Va

Vt • W • Xf • Xp • Y • Zg• Zk(b)

Artificielle : 1 • 2 • 3 • 4 • 5 • 6 • 7 • 8 • 9 • Zk(c)

1. dominance :

Énumérer les types de zones humides identifiés sous a) ci-dessus par ordre de dominance (en superficie) dans le site Ramsar, en commençant par le type de zone humide qui a la plus grande superficie.

Caractéristiques écologiques générales :

Préciser la description, s’il y a lieu, des principaux habitats, types de végétation, communautés végétales et animales présents dans le site Ramsar, ainsi que les services écosystémiques du site et les avantages qui en sont issus.

Flore remarquable :

Fournir des informations supplémentaires sur des espèces particulières et les raisons pour lesquelles elles sont remarquables (en

complétant si nécessaire l’information fournie à la rubrique 14. Justifier l’application des critères en indiquant, par exemple, les

Annexe N° 04 : Glossaire

Définitions de quelques zones humides : (Source wikipidia)

Fleuve : en hydrographie francophone, un fleuve est un cours d’eau qui se jette dans une mer, dans l’océan. Il se distingue d’une rivière, qui se jette dans un autre cours d’eau ; les fleuves ayant leur cours proche de la côte maritime sont appelés fleuves côtiers.

Cariçaie : peuplement de grands carex , dans les cage marécages de bord de lac non immergés.

Rivière : en hydrographie, une rivière est un cours d’eau au débit moyen à modéré (supérieur à 2 m³/s) qui s’écoule sous l’effet de la gravité, se jette dans une autre rivière ou un fleuve, qui lui se jette dans une mer ou un océan ; en français courant, une rivière est un cours d’eau d’une certaine importance, inférieure subjectivement à celle d’un fleuve, sans autre égard à son débouché.

Aulnaie : terrain de plantation des aulnes dans les forets alluviale dont le sol est émerger périodiquement.

Estuaire : un estuaire est la portion de l’embouchure d’un fleuve où l’effet de la mer ou de l’océan dans lequel il se jette est perceptible ; pour certains, il correspond à toute la portion du fleuve où l’eau est salée ou saumâtre, pour d’autres, c’est la présence de l’effet dynamique de la marée sur les eaux fluviales qui le définit ; par convention, on ne parle pas d’estuaires pour les fleuves qui se jettent dans des mers fermées qui n’ont pas de marée.

Vasière : une vasière est un habitat littoral , estuarien ou sous-marin ou d’eaux douces constituées de matériaux sédimentés fins non sableux ; en tant qu’habitat naturel, une vasière corresponde à une zone de sédimentation naturelle.

Ripisylves : la forêt riveraine, rivulaire ou ripisylves (étymologiquement du latin ripa,

« rive » et sylva, « forêt ») est l’ensemble des formations boisées, buissonnantes et herbacées présentes sur les rives d’un cours d’eau.

Ruisseau : le ruisseau est un petit cours d’eau peu profond, au débit modéré (jusqu’à 2 m³/s) alimenté par des sources d’eaux naturelles ou drainant un bassin versant,

souvent affluent d’un étang, d’un lac ou d’une rivière, il peut se tarir en cas de sécheresse car sa source est altérable par les conditions climatiques.

Ile : une étendue de terre entièrement entourée d’eau, dans un océan, une mer, un lac ou un cours d’eau.

Un îlot : ou un ilot est une île de petite superficie ; il peut se trouver en pleine mer comme à proximité d’une île plus grande.

Bois marécageux : un reboisement, une plantation ou le sol est imperméable en formant une zone humide.

Foret alluviale : une forêt alluviale est une forêt qui se développe dans les alluvions le long d’un cours d’eau ; à la différence de la végétation ripisylve, la forêt alluviale se développe sur des dizaines de mètres.

Rizière : une rizière est une parcelle ou un ensemble de parcelles réservée à la culture du riz, et dans laquelle on inonde la culture.

Roselière : une roselière ou phragmitaie est une zone en bordure de lacs, d’étangs, de marais ou de bras morts de rivière où poussent principalement des roseaux ; en régression, de même que les zones humides depuis plusieurs siècles.

Une saulaie : est un endroit humide où poussent des saules du genre Salix car cette arbre préfère les sols humides au bord des cours d’eau.

Tourbière : une tourbière est une zone humide caractérisée par l’accumulation progressive de la tourbe, un sol caractérisé par sa très forte teneur en matière organique, peu ou pas décomposée, d’origine végétale ; c’est un écosystème particulier et fragile dont les caractéristiques en font, malgré des émissions de méthane, un puits de carbone, car il y a plus de synthèse de matière organique que de dégradation.

Baie : une baie est une étendue de mer presque entièrement entourée de terres ; c’est l’inverse d’une presqu’île ou d’une péninsule.

Crique : une très petite baie.

Golfe : Un golfe est une partie de mer ou de lac avancée dans les terres, plus grande qu’une baie ou qu’une rade.

Dune littorale : un relief et un compilée de sable sur le littorale.

Lande : La lande (parfois appelée « Dorne » ou « Les dornes » dans le nord de la France) est une association de plantes qui dépassent rarement le stade d’arbustes et poussant sur des milieux pauvres, souvent acides et oligotrophes.

Falaise : une falaise est un escarpement rocheux en pente forte, non couvert par de la végétation, créé par l’érosion le long d’une côte.

Marrai : un marais est un type de formation paysagère au relief peu accidenté où le sol est recouvert en permanence ou par intermittence d’une couche d’eau stagnante, en général peu profonde, et couverte de végétations.

Marécage : désigne une zone recouverte de marais.

Salant : des zones émerger d’eau saumâtre d’où en extrait du sel.

Mangrove : La mangrove est un écosystème de marais maritime incluant un groupement de végétaux principalement ligneux spécifique, ne se développant que dans la zone de balancement des marées appelée estran des côtes basses des régions tropicales, on trouve aussi des marais à mangroves à l’embouchure de certains fleuves.

Récifs coralliens : un récif corallien est une structure naturelle bioconstruite dont les coraux sont essentiellement à l’origine, il résulte de la construction d’un substrat minéral durable (formé de carbonate de calcium) secrété par des êtres vivants, principalement des coraux.

Une panne dunaire : est un écosystème humide en milieu , il s’agit de dépressions creusées par le vent dans les dunes jusqu’au niveau de la nappe phréatique, un éléments en creux des paysages dunaires, les pannes présentent des physionomies et des tailles variables selon les conditions hydrologiques et la salinité.

Lido : une formation géologique sableuse et très allongée qui sépare l’eau d’une lagune de l’eau de mer.

Tombolo : un tombolo est un cordon littoral de sédiments reliant deux étendues terrestres.

Vallée : une vallée est une dépression géographique généralement de forme allongée et façonnée dans le relief par un cours d’eau.

Mouillère : une petite étendue d’eau qui se résulte du drainage agricole d’une durée de vie variable selon son apport d’alimentation extérieur.

Définitions de quelques zones humides dans la langue locale Algérienne: Sebkha : un lac salé continentale saisonnier ou permanent.

Chott : un lac salé continentale saisonnier.

Gueltates : une mare ou une étang d’eau.

Dayat : un ensemble d’étangs de lagunes ou de mares.

Terminologie :

Allochtone : par opposition à autochtone, qui n’est pas issu du milieu ou il se trouve.

Autochtone : qui est issu du milieu même ou il se trouve, où il vit

Souche : en microbiologie (bactériologie) une bactérie issue d’un isolat purifié après plusieurs repiquages successifs dont le genre est déjà confirmé alors qu’en génétique une espèce bactérienne qui se diffère de la même espèce par des caractères suite à une mutation ou une modification génétique.

Isolat : en bactériologie une bactérie isolée ou colonie bactérienne dont le genre pas encore confirmé et sa pureté et encore douté.

Annexe N°05 : Diaporamas et images (Observatoire des zones humides et google image) Diaporama 01 : Paysage de quelques types de zones humides continentales et littorales.

[32_img_10]

Falaise

[32_img_11]

Baie

[32_img_12]

Aulnaie

[32_img_13]

Bras mort

[32_img_14]

Cariçaie

[32_img_15]

Crique

[32_img_16]

Rizière

[32_img_17]

Golfe

Diaporama 02 : Paysage de quelques types de zones humides continentales et littorales.

[32_img_18]

Vasière

[32_img_19]

Tourbière

[32_img_20]

Roselière

[32_img_21]

Salants

[32_img_22]

Ripisylve

[32_img_23]

Récif corallien

[32_img_24]

Plage de galets

[32_img_25]

Panne dunaire

Diaporama 03 : Paysage de quelques types de zones humides continentales et littorales.

[32_img_26]

Carrière inondée

[32_img_27]

Barrage hydro électrique

[32_img_28]

Etang

[32_img_29]

Mare

[32_img_30]

Lagune

[32_img_31]

Saulaie

[32_img_32]

Lande

[32_img_33]

Mangrove

Diaporama 04 : Paysage de quelques types de zones humides continentales et littorales.

[32_img_34]

Fleuve

[32_img_35]

Gravière

[32_img_36]

Ilot

[32_img_37]

Lac

[32_img_38]

Méandres

[32_img_39]

Rivière

[32_img_40]

Ruisseau

[32_img_41]

Ile

Diaporama 05 : Paysage de quelques types de zones humides continentales et littorales.

[32_img_42]

Marrai

[32_img_43]

Dune littorale

[32_img_44]

Estuaire

[32_img_45]

Schorre ou Slikke

[32_img_46]

Mouillère

[32_img_47]

Tombolo

[32_img_48]

Lido

[32_img_49]

Vallée

Diaporama 06: Vue satélitaire prise par Google earth du site de prélèvement lagune Macta Wilaya d’Oran

[32_img_50][32_img_51]

Diaporama 07: Vue satélitaire prise par Google earth du site de prélèvement Lac

Télamine Wilaya d’Oran

[32_img_52][32_img_53]

Diaporama 08: Vue satélitaire prise par Google earth du site de prélèvement Barrage

de Djorf Ettorba Wilaya de Bechar

[32_img_54][32_img_55]

Le travail est divisé en plusieurs pages (articles). Voici la liste :

Étude éco-bactériologique et enzymatique de quelques zones humides classées en convention internationale de Ramsar de la région biogéographique d’Oran

Étude éco-bactériologique des zones humides en Algérie

Analyse des zones humides en Algérie et leur éco-bactériologie

Impact de la dégradation sur les zones humides en Algérie

Analyse des bactéries des zones humides en Algérie

Analyse de la microflore bactérienne aquatique en Algérie

Résistance des bactéries en milieu aquatique dans les zones humides

Analyse des familles bactériennes aquatiques en Algérie

Caractéristiques des Pseudomonas dans les zones humides en Algérie

Analyse des Flavobacteriaceae dans les zones humides en Algérie

Analyse des Staphylococcus et Streptococcus dans les zones humides en Algérie

Analyse des enzymes polysaccharolytiques dans les zones humides en Algérie

Analyse des enzymes pectinolytiques dans les zones humides en Algérie

Analyse des enzymes cellulolytiques dans les zones humides en Algérie

Analyse de la résistance aux antibiotiques dans les zones humides en Algérie

Analyse des plasmides bactériens dans les zones humides en Algérie

Méthodes d’échantillonnage en zones humides classées Ramsar